0引言

青光眼是不可逆性视神经损伤疾病，为全球第二大失明原因。在青光眼发病过程中，视神经乳头处视神经轴索持续受损，轴索变性，视网膜神经节细胞凋亡，最终导致患者特征性视野缺陷[1]。据估计，近840万患者因青光眼双眼失明，到2020年这一数字预计将增至1 110万人[2]。原发性开角型青光眼(primary open angle glaucoma，POAG)是最常见的青光眼类型，约占所有青光眼病例的四分之三(74%)[3]。POAG在临床上表现为房水流出受阻，眼内压(intraocular pressure，IOP)持续升高，眼后节视神经中的视网膜神经节细胞进行性萎缩和凹陷或杯盘比扩大。这引起视神经的破坏，导致POAG患者视力丧失。

1房水流出与眼内压

房水是血液的超滤液，由睫状体上皮细胞产生并释放，主要生理功能是为无血管的角膜和晶状体提供营养。小梁网(trabecular meshwork，TM)是房水流出的主要路径，在正常的生理条件下，经TM通道流出的房水占总流出量的90%[4-6]。

TM是调节前房流出的关键组织，而异常调节常导致眼压升高。目前，已有很多研究发现Schlemm氏管(Schlemm’s canal，SC)内壁的内皮细胞和邻管组织(juxta canalicular tissue，JCT)是TM最大流出阻力的解剖位置。JCT是一个由内皮细胞和细胞外基质(extracellular matrix，ECM)组成的不定形的动态层，可改变TM细胞的形态功能和ECM的合成分解，从而影响房水流出。基质细胞蛋白，特别是富含半胱氨酸的分泌蛋白，都与JCT纤维化的增加和异常组织重构有关[7]，从而影响房水流出通道，IOP升高，成为青光眼形成的主要影响因素。

2microRNA概述

microRNA(miRNA)是内源性进化保守的非编码RNA的大家族，其长度约为22个核苷酸，并且通过在转录后水平调节基因表达而参与几乎每个生物过程的调节[8]。miRNA在各种生物过程中起作用，包括免疫、炎症、自噬、癌症和纤维化。已有许多研究证实，miRNA与POAG的发生发展有着密切联系，如miRNA-29、miRNA-24和miRNA-200c等[9]。

3microRNA-155与青光眼

microRNA-155(miR-155)是一种多功能miRNA，与眼部组织的生长、发育、功能调节以及发病机制等方面密切相关，在诸多眼部疾病的病理过程中扮演着重要的角色，如角膜病、干眼症、葡萄膜炎、视网膜疾病、甲状腺相关眼病、眼部肿瘤等[10]。miR-155调节的信号通路对某些特定蛋白的表达有一定影响，这些蛋白在TM中的异常表达引起相应的形态功能异常，提高房水流出通道阻力，继而引起IOP升高。

从“动与静”的经营来看，画家着力刻画人物清澈而敏锐的眼神，身上的光斑隐隐绰绰，与窗户外清风吹拂下的微颤枝叶遥相呼应。人们从作品中可以真切地感受到一种行将被打破的暂时静止。而在少女机敏眼神和窗外晓风拂叶的动感之间，穿插着桌椅、墙面、鲜桃、刀具和饰物等各类静物。物象自由分散在房间的各个角落，看似凌乱，实则是画家的一种经意安排。从画面背景可见，少女生活在俄国典型的中产阶级家庭，室内整洁明亮，却没有过度奢华的装饰，画家在此刻意突显的是充满阳光的少女形象。

3.1.1转化生长因子-β miR-155可以作为ECM动态平衡的调节点。据研究显示，miR-155可影响转化生长因子-β(transforming growth factor-beta，TGF-β)信号通路中的相关蛋白，如TGF-β1和Smad2等[17]。miR-155抑制TGF-β信号通路，而其他的病毒编码miR-155类似物也被证明可以抑制TGF-β信号通路。

3.1通过调节ECM引起青光眼 ECM由分泌的多糖和蛋白质组成，它们组成明确的复合结构围绕在产生它们的细胞表面。ECM的各种蛋白质和多糖可以分为至少两组：具有结构作用的蛋白质，如纤维蛋白和糖胺聚糖；具有调节作用的蛋白质，包括不同的生长因子(如转化生长因子-β和胰岛素样生长因子)、基质蛋白(CCN家族蛋白、胰岛素样生长因子结合蛋白、核心蛋白聚糖和双糖链蛋白聚糖)、酶(金属蛋白酶)和受体(整联蛋白)[11]。ECM具有特定物理和生物化学性质的高度动态结构，影响所有固有细胞的表型，并调节许多细胞活动，例如迁移、增殖、分化、存活和免疫系统信号，最终影响发育、体内平衡和组织修复的黏附[12-14]。合成和转归之间的良好平衡决定了ECM的最终组成和正常功能的维持[15-16]。TM中ECM沉积，小梁网孔径变窄或闭塞消失，房水外流阻力增加，眼压升高，最终导致青光眼。

3.1.2基质金属蛋白酶 基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinases，MMPs)是参与ECM体内平衡和重塑的一组锌和钙依赖性内肽酶。已有实验明确显示，miR-155的上调抑制胶原酶MMP-1和基质溶素MMP-3等的水平[37]。MMPs可以降解改变ECM分子，并影响细胞活性，维持上皮细胞膜的稳态。在青光眼的发展中，MMP和其抑制因子金属蛋白酶组织抑制剂之间的不平衡可能损害TM中的ECM转归，从而增加房水流出通道的阻力，引起IOP升高，最终导致青光眼[38]。

据已有研究结果显示，RhoA是miR-155可确定的靶标[40]，miR-155可对RhoA的表达情况和活性进行调节。RhoA、ROCK1、ROCK2、MLC、MLCK和MLCP等均为Rho信号通路成分，可在人类和动物的TM和睫状肌组织处表达[41-46]。已知RhoA转化为GTP结合状态是TGF-β刺激后的一个快速过程[47]，因此Bijkerk等[39]实验中，选择TGF-β刺激后的细胞，用Antagomir-155和Scramblemir处理并评估RhoA活性。miRNA Antagomir是经过特殊化学修饰的miRNA拮抗剂，抑制miRNA发挥作用。Scramblemir是miRNA所有核苷酸序列的随机重新排列，实验中用作对照组miRNA。实验显示，在TGF-β刺激后2.5h内，实验组RhoA活性与对照组相比显著上调。于TGF-β刺激后1h进一步试验，Western blot结果显示实验组RhoA蛋白表达较对照组明显增高。双重结果证实沉默miR-155可上调RhoA的活性和表达。

TGF-β是一种多肽生长因子，经分泌产生后与受体结合，具有多种生物学功能。TGF-β在促进ECM的合成、调节细胞增殖和组织损伤后修复过程中有重要作用[18]，还可以抑制基质降解酶产生，促进ECM沉积。TGF-β能诱导许多纤维形成基因，如通过Smad2、Smad3或丝裂原活化蛋白激酶等诱导ECM蛋白[19-21]。与年龄匹配的健康对照者相比，POAG患者房水中的生物活性TGF-β2含量增加约60%～70%[22-24]。

3.3通过物理学引起青光眼 有研究显示，JCT区域发现青光眼中房水流出通道存在着另外一种阻力，它并非来自TM细胞及其ECM或是SC的内壁。该阻力在一些文章被称为“漏斗”，以流体动力学效应的原理协同调节房水流出阻力。SC内壁同基底层之间存在分离，光镜下基底层不能清晰地分辨，可见JCT的明显扩张和内壁的突出于房水流出网腔，除了这些分离的位置之外，内壁是相对不渗透的，房水流经该处即形成所谓“漏斗”。因此引起的房水流聚减少了参与过滤的JCT的面积，从而提高了有效的静水压力，房水流出阻力减小，IOP随之下降[53]。

承载力检测采用压重平台反力装置，反力系统由配重块、组合钢梁、承压板组成，承压板四个角安装测沉降的百分表。由一台500 KN的液压千斤顶及其配套的手动油泵施加垂直荷载，用量程100 MPa等级0.4级的压力表量测加载值。

当前，全面发展生态农业，改善农村生态环境已成共识。皖河流域发展生态农业的核心是水土保持，需要解决以下几个问题：

在体外实验中，TGF-β2已被证明能显著增强人TM细胞中ECM蛋白的合成和分泌，还可增强纤溶酶原激活物抑制剂-1和组织转谷氨酰胺酶的合成和分泌，同时选择性地减弱纤溶酶原激活物抑制剂-1依赖性基质金属蛋白酶-2的活性[18,25-28]。人、猴和猪眼前节的体外研究结果进一步支持TGF-β2在POAG中的致病作用[18,29-31]。此外，在体内实验中，啮齿动物的房水中采取人TGF-β2处理也可使IOP提高[32-36]。

RhoA是应力纤维形成的中枢调节剂[48]，其在TM中表达，作用于α-SMA，并上调其表达。在Rao等进行的实验研究中，通过腺病毒将激活态RhoA突变体引入培养的人TM细胞，结果显示TM细胞表现出肌动蛋白纤维增多，局部粘连加强等特征[49]，从而导致TM细胞形态异常，功能减低，房水外流通道受阻，IOP升高。而相反地，Rho相关卷曲螺旋形成蛋白激酶(Rho-associated coiled coil-forming kinase，ROCK)的选择性抑制剂，例如Y27632，可增加肌球蛋白轻链(myosin light chain，MLC)-磷酸酶的活性和降低MLC的磷酸化，使得细胞收缩减轻，肌动蛋白纤维的数量减少，局部粘连减弱[41-42,46,50-51]。房水流出通道阻力下降，IOP随之下降。

除了通过Rho信号通路，TGF-β也是影响细胞骨架蛋白的调节因素。结缔组织生长因子是TM表达TGF-β2的调控靶点，其对眼压的影响在于能改变TM肌动蛋白的细胞骨架[1]。Benjamin的研究中，将人小梁网(human trabecular meshwork，HTM)细胞在三维胶原凝胶中培养，并以凝胶表面积随时间的变化分析细胞收缩力的量度，TGF-β2处理24h后，观察到凝胶面积减少80%±7%[52]。HTM细胞收缩力显著提高，从而影响小梁网孔径，提高房水流出阻力。

3.2通过调节细胞骨架蛋白引起青光眼 α-平滑肌肌动蛋白(α-smooth muscle actin，α-SMA)是一种细胞骨架蛋白，是TM细胞的重要成分，参与小梁细胞的收缩与运动功能，并影响ECM的沉积。miR-155可下调α-SMA的表达，在细胞骨架组织的基础调节中具有抑制作用。Bijkerk等[39]实验发现，在无TGF-β等处理的情况下，α-SMA的表达量从3.29±0.29到4.07±0.3(P<0.05)，证实miR-155的沉默可以提高α-SMA的表达。

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miR-155过表达下调RhoA。已有实验[54]证实ROCK抑制物Y27632处理后，SC内壁同JCT分离程度明显增加，甚至足以使内壁与外壁物理接触，房水流出的网腔几乎完全塌陷，大大降低了房水流出阻力。即沉默miR-155通过上调RhoA的表达，引起SC内壁和JCT分离减少，房水流出阻力增加，从而使得IOP升高，POAG形成。但该实验选取的对象为牛眼，尚需进一步实验验证在人眼组织中的效果。

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4总结与展望

miRNA作为近年来国内外研究的热点，广泛渗透于医学各个学科，其对于眼部疾病发生发展的作用也逐渐被关注。关于POAG房水外流阻力的产生机制、调节特点和准确部位，尚不完全明确。已有研究结果显示，多种miRNA影响ECM的合成与转归，以及细胞骨架蛋白的表达，从而调节房水流出阻力，引起IOP的改变。但仍有一些尚未被研究的miRNA应当引起研究者的关注，这些miRNA表达于TM，且与增殖和纤维化相关，可能与POAG的发生机制相关，是进一步研究的方向。本文探讨了miR-155对POAG发生机制的影响，但是实验基础尚不足够，仍需更多实验研究证实我们的观点，而关于miR-155应以何种方式应用于临床发挥疾病预防与治疗的作用也需要进一步探讨。我们认为，对于miRNA的研究，在不远的将来对POAG的发病机制和疾病的治疗都有重要意义。

参考文献

1 Junglas B, Kuespert S, Seleem AA, etal. Connective tissue growth factor causes glaucoma by modifying the actin cytoskeleton of the trabecular meshwork. AmJPathol 2012;180(6):2386-2403

2 Challa P, Arnold JJ. Rho-kinase inhibitors offer a new approach in the treatment of glaucoma. ExpertOpinInvestigDrugs 2014;23(1):81-95

3 Quigley HA, Broman AT. The number of people with glaucoma worldwide in 2010 and 2020. BrJOphthalmol 2006;90(3):262-267

4 Tamm ER. The trabecular meshwork outflow pathways: structural and functional aspects. ExpEyeRes 2009;88(4):648-655

5 Johnson M. What controls aqueous humor outflow resistance? ExpEyeRes 2006;82(4):545-557

6 Lutjen-Drecoll E. Functional morphology of the trabecular meshwork in primate eyes. ProgRetinEyeRes 1999;18(1):91-119

7 Xiao Q， Feng GQ. Recent advances in MiRNA regulating TGF-β and CYP1B1 gene in primary glaucoma. RecAdvOphthalmol 2014；34(5):497-500

8 Ambros V. The functions of animal microRNAs. Nature 2004;431(7006):350-355

9 Chen JL, Su Y, Wang F. Role of microRNA in primary open angle glaucoma. ChinJOphthalmol 2016；52(6):476-480

10张玲，苏颖，王峰. MicroRNA-155与眼病. 中国实用眼科杂志 2016；34(9):922-925

11 Li Z, Dang J, Chang KY, etal. MicroRNA-mediated regulation of extracellular matrix formation modulates somatic cell reprogramming. RNA 2014;20(12):1900-1915

12 Hynes RO. The extracellular matrix: not just pretty fibrils. Science 2009;326(5957):1216-1219

13 Rozario T, DeSimone DW. The extracellular matrix in development and morphogenesis: a dynamic view. DevBiol 2010;341(1):126-140

14 Lu P, Takai K, Weaver VM, etal. Extracellular matrix degradation and remodeling in development and disease. ColdSpringHarbPerspectBiol 2011;3(12):a005058

15 Visse R, Nagase H. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function, and biochemistry. CircRes 2003;92(8):827-839

16 Verrecchia F, Mauviel A. Transforming growth factor-beta and fibrosis. WorldJGastroenterol 2007;13(22):3056-3062

17 Chi JQ, Teng M, Yu ZH, etal. Marek’s disease virus-encoded analog of microRNA-155 activates the oncogene c-Myc by targeting LTBP1 and suppressing the TGF-β signaling pathway. Virology 2015;476:72-84

18 Fleenor DL, Shepard AR, Hellberg PE, etal. TGFbeta2-induced changes in human trabecular meshwork: implications for intraocular pressure. InvestOphthalmolVisSci 2006;47(1):226-234

19 Hoffman BB, Sharma K, Ziyadeh FN. Potential role of TGF-beta in diabetic nephropathy. MinerElectrolyteMetab 1998;24(2-3):190-196

20 Schnaper HW, Hayashida T, Hubchak SC, etal. TGF-beta signal transduction and mesangial cell fibrogenesis. AmJPhysiolRenalPhysiol 2003;284(2):F243-252

21 Chung AC, Huang XR, Zhou L, etal. Disruption of the Smad7 gene promotes renal fibrosis and inflammation in unilateral ureteral obstruction (UUO) inmice. NephrolDialTransplant 2009;24(5):1443-1454

22 Inatani M, Tanihara H, Katsuta H, etal. Transforming growth factor-beta 2 levels in aqueous humor of glaucomatous eyes. GraefesArchClinExpOphthalmol 2001;239(2):109-113

23 Picht G, Welge-Luessen U, Grehn F, etal. Transforming growth factor beta 2 levels in the aqueous humor in different types of glaucoma and the relation to filtering bleb development. GraefesArchClinExpOphthalmol 2001;239(3):199-207

24 Min SH, Lee TI, Chung YS, etal. Transforming growth factor-beta levels in human aqueous humor of glaucomatous, diabetic and uveitic eyes. KoreanJOphthalmol 2006;20(3):162-165

25 Welge-Lüssen U, May CA, Lütjen-Drecoll E. Induction of tissue transglutaminase in the trabecular meshwork by TGF-beta1 and TGF-beta2. InvestOphthalmolVisSci 2000;41(8):2229-2238

26 Wordinger RJ, Fleenor DL, Hellberg PE, etal. Effects of TGF-beta2, BMP-4, and gremlin in the trabecular meshwork: implications for glaucoma. InvestOphthalmolVisSci 2007;48(3):1191-1200

27 Tovar-Vidales T, Clark AF, Wordinger RJ. Transforming growth factor-beta2 utilizes the canonical Smad-signaling pathway to regulate tissue transglutaminase expression in human trabecular meshwork cells. ExpEyeRes 2011;93(4):442-451

28 Fuchshofer R, Welge-Lussen U, Lutjen-Drecoll E. The effect of TGF-beta2 on human trabecular meshwork extracellular proteolytic system. ExpEyeRes 2003;77(6):757-765

29 Gottanka J, Chan D, Eichhorn M, etal. Effects of TGF-beta2 in perfused human eyes. InvestOphthalmolVisSci 2004;45(1):153-158

30 Bachmann B, Birke M, Kook D, etal. Ultrastructural and biochemical evaluation of the porcine anterior chamber perfusion model. InvestOphthalmolVisSci 2006;47(5):2011-2020

31 Bhattacharya SK, Gabelt BT, Ruiz J, etal. Cochlin expression in anterior segment organ culture models after TGFbeta2 treatment. InvestOphthalmolVisSci 2009;50(2):551-559

32 Robertson JV, Golesic E, Gauldie J, etal. Ocular gene transfer of active TGF-beta induces changes in anterior segment morphology and elevated IOP in rats. InvestOphthalmolVisSci 2010;51(1):308-318

33 Shepard AR, Millar JC, Pang IH, etal. Adenoviral gene transfer of active human transforming growth factor-{beta}2 elevates intraocular pressure and reduces outflow facility in rodent eyes. InvestOphthalmolVisSci 2010;51(4):2067-2076

34 McDowell CM, Tebow HE, Wordinger RJ. Smad3 is necessary for transforming growth factor-beta2 induced ocular hypertension in mice. ExpEyeRes 2013;116:419-423

35 Swaminathan SS, Oh DJ, Kang MH, etal. TGF-β2-mediated ocular hypertension is attenuated in SPARC-null mice. InvestOphthalmolVisSci 2014;55(7):4084-4097

36 Hill LJ, Mead B, Blanch RJ, etal. Decorin Reduces Intraocular Pressure and Retinal Ganglion Cell Loss in Rodents Through Fibrolysis of the Scarred Trabecular Meshwork. InvestOphthalmolVisSci 2015;56(6):3743-3757

37 Stanczyk J, Pedrioli DM, Brentano F, etal. Altered expression of MicroRNA in synovial fibroblasts and synovial tissue in rheumatoid arthritis. ArthritisRheum 2008;58(4):1001-1009

38 Nga AD, Yap SL, Samsudin A, etal. Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases in the aqueous humour of patients with primary angle closure glaucoma-a quantitative study. BMCOphthalmol 2014;14:33

39 Bijkerk R, de Bruin RG, van Solingen C, etal. MicroRNA-155 functions as a negative regulator of RhoA signaling in TGF-β-induced endothelial to mesenchymal transition. Microrna 2012;1(1):2-10

40 Kong W, Yang H, He L, etal. MicroRNA-155 is regulated by the transforming growth factor beta/Smad pathway and contributes to epithelial cell plasticity by targeting RhoA. MolCellBiol 2008;28(22):6773-6784

41 Rao PV, Deng PF, Kumar J, Epstein DL. Modulation of aqueous, humor outflow facility by the Rho kinase-specific inhibitor Y27632. InvestOphthalmolVisSci 2001;42(5):1029-1037

42 Honjo M, Tanihara H, Inatani M, etal. Effects of rho-associated protein kinase inhibitor Y-27632 on intraocular pressure and outflow facility. InvestOphthalmolVisSci 2001;42(1):137-144

43 Honjo M, Inatani M, Kido N, etal. Effects of protein kinase inhibitor, HA 1077, on intraocular pressure and outflow facility in rabbit eyes. ArchOphthalmol 2001;119(8):1171-1178

44 Thieme H, Nuskovski M, Nass JU, etal. Mediation of calcium-independent contraction in trabecular meshwork through protein kinase C and RhoA. InvestOphthalmolVisSci 2000;41(13):4240-4246

45 Nakajima E, Nakajima T, Minagawa Y, etal. Contribution of ROCK in contraction of trabecular meshwork: proposed mechanism for regulating aqueous outflow in monkeys and human eyes. JPharmSci 2005;94(4):701-708

46 Fukiage C, Mizutani K, Kawamoto Y, etal. Involvement of phosphorylation of myosin phosphatase by ROCK in trabecular meshwork and ciliary muscle contraction. BiochemBiophysResCommun 2001;288(2):296-300

47 Bhowmick NA, Ghiassi M, Bakin A, etal. Transforming growth factor-beta1 mediates epithelial to mesenchymal transdifferentiation through a RhoA-dependent mechanism. MolBiolCell 2001;12(1):27-36

48 Maekawa M, Ishizaki T, Boku S, etal. Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science 1999;285(5429):895-898

49 Zhang M, Maddala R, Rao PV. Novel molecular insights into rhoA GTPase-induced resistance to aqueous humor outflow through the trabecular meshwork. AmJPhysiolCellPhysiol 2008;295(5):C1057-1070

50 Kaibuchi K, Kuroda S, Amano M. Regulation of the cytoskeleton and cell adhesion by the Rho family GTPases in mammalian cells. AnnRevBiochem 1999;68:459-486

51 Rosenthal R, Choritz L, Schlott S, etal. Effects of ML-7 and Y-27632 on carbachol- and endothelin-1-induced contraction of bovine trabecular meshwork. ExpEyeRes 2005;80(6):837-845

52 Junglas B, Kuespert S, Seleem AA, etal. Connective Tissue Growth Factor Causes Glaucoma by Modifying the Actin Cytoskeleton of the Trabecular Meshwork. AmJPathol 2012;180(6):2386-2403

53 Stamer WD, Acott TS. Current understanding of conventional outflow dysfunction in glaucoma. CurrOpinOphthalmol 2012;23(2):135-143

54 Lu Z, Overby DR, Scott PA, etal. The mechanism of increasing outflow facility by rho-kinase inhibition with Y-27632 in bovine eyes. ExpEyeRes 2008;86(2):271-281