1 引 言

离子检测在环境监测、土壤养分管理、医疗检测等方面具有重要的作用和意义。测量水体与陆地环境中的养分离子、重金属离子的含量对治理富营养化与重金属污染具有重要意义[1～3]。血液及尿液中某些离子的浓度是衡量身体是否健康的指标之一[4～6]。如何快速、简便地实现离子检测一直是相关的研究热点。传统的离子分析方法一般在实验室条件下进行，存在检测成本高、周期长、功能单一等缺点，在很大程度上阻碍了离子检测技术的普遍应用。多种新的离子检测方法应运而生[7～9]，其中微芯片电泳(Microchip electrophoresis, ME)技术以检测迅速、易于便携化、可同时检测多种离子、消耗试剂少等优点脱颖而出。

等间隔非平稳信号的处理，小波方法[11]较为适用。由于隧道位移序列是按照相同监测频率测得的数据，因此为等间隔序列，小波变换对于等间隔序列具有非常好的适配性，通过小波分解将位移序列分解成多个子序列，子序列分为高频序列和低频序列。令小波基函数为ψ(t)，经过连续变换函数为ψ(a)，则有ψ(a)为：

20世纪90年代，Manz等[10]首先提出了微全分析系统的概念，将实验室条件下进行的生物、化学等方面的检测实验压缩到一张芯片上进行，这一概念的提出掀起了微芯片电泳的研究热潮。2001年，Guijt等[11]提出了非接触电导检测法，该方法避免了检测电极的腐蚀并降低了分离高压对检测信号的影响，进而延长了检测电极的使用寿命，提高了检测精度，它的提出是微芯片电泳技术的另一个里程碑。

图1 微芯片电泳检测原理。(A) 微芯片电泳系统框图，a-微芯片，b-分离高压，c-信号发生与采集模块，d-信号后处理模块; (B) 传统微芯片电泳进样与分离示意图; (C)电渗流及电泳引起的离子运动示意图，veo-电渗流引起的运动，vep-电泳引起的运动 Fig.1 Principle of microchip electrophoresis. (A) Block diagram of microchip electrophoresis (ME) system, a-microchip, b-separation high voltage, c-signal sending and acquisition module, d-signal processing module; (B) Diagram of sample injection and separation for traditional microchip; (C) Movement of ions caused by electrosmotic flow (EOF) and electrophoresis, veo-movement caused by EOF, vep-movement caused by electrophoresis

如图1A所示，一个微芯片电泳系统主要由微芯片、分离高压、信号发生与采集模块以及信号后处理模块构成。图1A和1B是传统微芯片电泳的进样与分离示意图，首先从微芯片的1端口将缓冲液注入到芯片的所有通道内，缓冲液的作用是缓解高压电场下溶液特性的改变，如pH值、导电性等; 然后从3端口通过电动进样或压力进样的方法注入待测样品液; 开启c信号发生与采集模块，对检测区进行实时检测; 1、2端口施加直流高压，溶液中的离子由于电渗流(Electroosmotic flow, EOF)及电泳的作用[12,13]，会沿着水平通道迁移并分离。图1C是电渗流及电泳作用下的离子运动示意图。按照双电层理论，固液两相接触时，会在靠近固体的水溶液中形成双电层，即紧密层与扩散层，所谓电渗流是指在电场作用下扩散层中离子定向移动进而推动整个流体进行块状运动; 而电泳是指带电粒子在电场作用下的定向移动，离子的运动是电渗流与电泳作用下的合运动。不同离子的运动速度是不同的，可以根据离子到达检测电极处的时间判断离子的种类。对于电导检测法而言，检测区设置了检测电极，当溶液中离子流经电极处时，检测到的电导值会发生变化，进而根据电导值的变化量得出离子的浓度[14,15]。

本文在介绍原理的基础上，总结了近年来微芯片电泳的研究进展，从结构、材料、制作工艺、表面改性、实验方法及其在离子检测中的应用等多个方面对微芯片电泳进行了综述，讨论了目前存在的问题及未来的发展方向，以期为后续的研究提供参考与借鉴。

“大公司或者电视台一般会有决策程序，并非一人拍板，如果办成了，这个袋子或者箱子负责人就会留下；如果最终没有通过，负责人会说，那天一起吃饭，你好像落了东西，我没看是什么，你叫人拿走吧。”业内人士说。

2 结 构

其他研究者根据各自的需要设计了多种结构的微芯片，或改进进样方式，或实现阴阳离子的同时检测，或提高检测精度，或简化制作工艺等，但基本都在上述范畴之内。Vazquez等[19]将PDMS通道层与玻璃薄片可逆地粘接在一起，固定在刻有铜电极的PCB板上构成EEM芯片。该玻璃薄片既是通道层的组成部分，同时也起到绝缘层的作用，避免溶液与检测电极的接触。Puchberger-Enengl等[20]在玻璃片上构建了Pt电极并覆盖了绝缘层，进而与微通道层粘接在一起构成完整的IEM芯片(图3A)。Gaudry等[21]提出了一种双通道顺序进样的微芯片(图3B)，该芯片采用了平面电极结构，即通道层与电极层构筑在同一基底上，采用水动力“劈开-进样”的方法实现了自动连续地进样。该结构不仅实现了阴阳离子的同时检测，而且采用了水动力进样使得样本离子的分布更加均匀。Mahabadi等[22]提出了一种双上-下C4D电极的微芯片结构，大大提高了微芯片电泳的检测精度; 之后Ansari等[23]基于该微芯片研发了一种便携式Lab-on-chip设备，并有效地检测了果汁中的有机酸、无机酸以及兔子血样本、人血清样本中的离子 (图3C)。其他学者也分别提出了多种满足各自功用的芯片结构[24,25]。当前微芯片电泳的结构呈现出多样化、功能化的发展趋势，随着更多加工技术的引入，微芯片的结构设计势必更加灵活、多样。

两种典型的电泳微芯片结构如图2所示。图2A是一种电极层与通道层集成一体的微芯片，其通道层与电极层是粘合、不可拆卸的[17]。图2B是一种外部电极式结构的微芯片，其通道层与电极层是独立的，可以根据需要改变检测电极的位置[18]。一体式芯片的加工难度大于外部电极式，对电极层与通道层的材料有特定的粘合要求，但检测精度高; 外部电极式芯片的通道层与电极层是独立的，使用灵活，然而组装过程中电极与通道存在对准误差，检测精度以及重复性相对较差。

图2 两种典型的电泳微芯片结构: (A) 一体式结构实例[17]; (B) 外部电极式结构实例[18] Fig.2 Two typical structures of electrophoresis microchip: (A) Instance of integrated electrodes microchip (IEM)[17]; (B) Instance of external electrodes microchip (EEM)[18]

Manz等[10]于1990年提出的微全分析系统由进样、样品传输、样品预处理以及检测等多个环节构成，这一概念的提出为微芯片电泳的发展提供了方向。之后又于1992年提出了微芯片电泳的结构雏形[16]，在玻璃基底上刻蚀出两个相交的通道，分别采用电动进样与电泳分离的方法实现了待测样品的注入与分离。2001年，Guijt等[11]提出了基于非接触电导检测的微芯片结构，在检测电极上覆盖了SiC薄层，避免了检测电极的腐蚀并降低了分离过程中高压对检测信号的干扰。自此，微芯片电泳-电容耦合非接触电导检测(Capacitatively coupled contactless conductivity detection, C4D)的结构以此为原型衍生发展开来。根据通道层与检测电极层的装配关系，可将电泳微芯片的结构分为一体式(Integrated electrodes microchip, IEM)与外部电极式(External electrodes microchip, EEM)。

图3 几种具有代表性的电泳微芯片衍生结构: (A) 玻璃片基底的一体式微芯片[20]; (B) 双通道顺序进样的微芯片电泳系统[21]; (C) 双上-下外部电极式微芯片及据此研发的Lab-on-chip设备[22,23] Fig.3 Several typical structures of electrophoresis microchip: (A) Glass-based IEM[20]; Dual-Channel sequential injection microchip electrophoresis system[21]; (C) Microchip with dual top-bottom external electrodes[22] and lab-on-chip device based on it[23]

3 材料选择与制作工艺

进样与预浓缩是微芯片电泳的关键技术，在很大程度上决定了微芯片电泳检测的准确性与应用范围，然而目前很多研究都处于实验室阶段，离应用还有较大的距离。

尽管上述传统加工工艺为微芯片提供了很好的制作途径，但依然存在一些不足之处，如阳模的制作工艺复杂、制备环境要求洁净室条件等。近年涌现出很多新的微芯片制作工艺，Chagas等[30]采用纸基电极层与PMMA通道层粘合的方法制作了电泳微芯片(图4A)，该方法大大简化了制作工艺，降低了成本，并且检测限(Limit of detection, LOD)很低。Junior等[31]采用激光打印技术制作微通道的阳模(图4B)，避免了原先复杂的阳模制造工艺，在一定程度上简化了制造工艺。Junior等[32]采用聚醋酸乙烯酯作为光刻胶制备了微通道的阳模，该方法不需要在洁净室条件下进行，并且可直接用水替代有机溶剂对紫外光照射后的模板进行成型。Santana等[33]采用乙烯基薄膜制作出掩模板，进而采用湿法腐蚀制造了微通道，该方法避免了繁琐的光刻工艺，提高了加工效率。与此同时，如何快速、便捷地加工出检测电极上的绝缘层也是近年来的研究热点之一。除了常用的SiC、SiO2等材料的绝缘层，很多学者也尝试了一些新的绝缘层加工工艺。Liu等[34]采用旋涂稀释的PDMS的方法在电极上生成了一层0.6 μm厚的绝缘层，将Na+的检出限降低到了0.07 μmol/L; Liu等[35]采用50 μm厚的PMMA薄膜作为绝缘层制作了微芯片，更为便捷(图4C)。

图4 多种微芯片及电极的制作方法: (A) 纸基芯片的制作过程[30]; (B)采用激光打印模板制作微芯片[31]; (C) 采用PMMA薄膜作为绝缘层的微芯片[35]; (D)聚苯胺电极微芯片[37]; (E) 低熔点合金电极微芯片[40]; (F) 离子溶液电极微芯片[42] Fig.4 Fabrication methods of several microchips and electrodes: (A) Fabrication processing of paper-based microchip[30]; (B) Microchip made from laser-printed master[31]; (C) Microchip using polymethyl methacrylate (PMMA) film as insulting layer[35]; (D) Microchip using polyaniline (PANI) as electrodes[37]; (E) Microchip using low melting-point alloy as electrodes[40]; (F) Microchip using ionic solutions as electrodes[42]

电极制备一直都是一个重要的研究领域，通常采用Lift-off法[36]，该方法对设备与环境要求高、耗时长、成本高。因而很多学者寻求一些新的方法来制作微芯片的电极，以简化加工工艺，降低制作成本。Henderson等[37]采用激光打印的方法在PMMA基底上打印了一层聚苯胺(Polyaniline, PANI)作为电极(图4D)，将电极的制作成本降低了20倍。文献[38,39]分别在氧化铟锡覆盖的导电玻璃和PET上采用刻蚀工艺制作电极，此类方法的共性是在带有导电层的基底上采用刻蚀工艺去除电极以外的导电材料。另一种电极制作方法比较特别，采用注射的方法[40,41]制作电极(图4E)，在微通道层上同时加工了电极通道，将低熔点的合金或金属在合适的温度下(低于材料的玻璃化温度且高于电极材料的熔点温度)注入到电极通道中。类似地， Junior等[42]选用离子溶液作为导电材料注入通道中构建电极(图4F)。此外，采用丝网印刷技术也可以很方便地制作电极[43,44]，该方法不需要昂贵的设备、耗时短、成本低。

降低成本、简化制作工艺、减少耗时是当前微芯片的发展趋势。然而要实现微芯片电泳技术的普通应用，如何批量化地制作出一致性好的微芯片也是不容忽视的研究方向。

4 表面改性

表面改性消除了PDMS管道进样困难、气泡堵塞问题，提高了EOF迁移率，进而提高了电泳分离速度，同时也降低了PMMA的键合温度，减少了PMMA制作过程中的管道变形。然而现有的研究还停留在实验室阶段，很多方法的实用性并不强，改性特性不稳定、涂覆材料粘附性不足、工艺繁琐等缺点还需要进一步改进。

图5 (A) 去离子水在PDMS基底上的光学显微照片。上：O2-plasma处理后5 min、1 h、3 h的水接触角; 下：O2-plasma-PEG处理后5 min、2 h、20 h、60 h、420 h的水接触角[45]。(B) 左：PVSZ改性的PDMS通道界面SEM图像; 右：微通道表面AFM测得的改性厚度为400 nm[46]。(C) 左：采用PPAA法对PDMS改性; 右：原始PDMS以及PPAA改性后PDMS的水接触角[47]。(D) 采用Pt丝进行空间控制局部电晕放电的原理及实物图[48]。(E)左：旋涂PVA、HPMC前后PMMA的水接触角; 右：室温下PVA、HPMC改性后水接触角随时间的变化趋势[53] Fig.5 (A) Optical micrographs of contact angle of DI water on PDMS substrate. Upper images: 5 min, 1 h and 3 h after pure O2-plasma treatment; lower images: 5 min, 2 h, 20 h, 60 h and 420 h after O2-plasma-polyethylene glycol (PEG) treatment[45]. (B) Left: SEM images of polyvinylsilazane (PVSZ) coated PDMS channel; right: average coating thickness on the channel sides measured by AFM is ca. 400 nm[46]. (C) Left: surface modification of PDMS substrate with PPAA; right: DI water contact angle of untreated PDMS and PPAA coated PDMS[47]. (D) Schematic and practical pictures of the spatially controlled corona discharge using Pt wires[48]. (E) Left: water contact angles of native, polyvinyl alcohol (PVA)-coated and HPMC-coated polymethyl methacrylate (PMMA) sheets; right: change of water contact angles of PVA and HPMC-coated PMMA changed with the storage time at room temperature[53]

等离子体处理是指在高压电场下生成的离子、电子、自由基以及各种活性基团(统称为等离子体)在物质表面生成自由基、官能团以及引发接枝聚合，进而改变物体的表面特性。该方法可以极好地提高有机材料表面的亲水性，但改性效果持续时间很短，在数小时后就会回复到起始状态[45]。因此很多研究者在等离子体处理的基础上辅以其它方法来弥补这一缺点。Long等[45]采用聚乙二醇(Polyethylene glycol，PEG)涂覆与氧等离子体(O2 plasma)处理相结合的方法对PDMS表面进行改性(图5A)，将PDMS的亲水状态维持102 h。Bashir等[47]采用等离子体聚合丙烯酸(Plasma polymerized acrylic acid, PPAA)法将PDMS从疏水状态变为亲水状态(图5C)。如图5D所示，Park等[48]采用溶胶-凝胶工艺实现了PDMS微通道空间控制的二氧化硅涂覆，将PDMS的水接触角降低至76°，并将EOF迁移率提高了一个数量级。去甲肾上腺素是一种神经递质，也可以对PDMS表面进行改性，Chen等[50]利用去甲肾上腺素将PDMS的水接触角降低至13°。表面涂覆也可以改善PDMS的亲水性，活性聚乙烯基硅氮烷(Polyvinylsilazane，PVSZ)[46](图5B)、聚丙烯酸(Poly(acrylic acid)，PAAc)[49]等多种表面涂覆材料可以很好地改善PDMS的表面特性。

其他学者对PMMA的改性也做了很多工作。Yu等[51]采用氧等离子体处理以及聚乙烯醇(Polyvinyl alcohol，PVA)涂覆的方式实现PMMA芯片的低温键合。类似于PDMS，表面涂覆也可以对PMMA产生很好的改性效果，甲基纤维素(Methylcellulose，MC)[52]、聚乙烯吡咯烷酮(Poly(vinylpyrrolidone)，PVP)[57]以及羟丙基甲基纤维素((Hydroxypropyl)methyl cellulose, HPMC)[52,53](图5E)也是很好的表面涂覆材料。

PDMS与PMMA由于成本低、易加工、性能稳定，得到广泛应用。PDMS是一种疏水材料，水接触角在100°～110°之间[45～48]。PDMS固有的疏水性使得在微通道中注入液体变得困难，同时还出现会气泡堵塞于微通道中无法排除的情况 [45]。 此外, 其较弱的EOF迁移率增加了离子分离的时间。PMMA材质的微芯片一般采用热压键合的方法制作而成，由于材料的热塑性，在热压的过程中微通道会坍塌变形，这对于芯片的制作是不利的[49]。研究者们提出了一系列方法以改善有机材料的表面特性，即表面改性。等离子体处理(Plasma treatment)与表面涂覆(Surface coating)是常用的表面改性方法。

样品的进样方式在很大程度上决定了检测结果的有效性，如何将样品精准地输入到指定位置是近来年微芯片电泳领域的研究热点[54～56]。Tsai等[57]通过仿真系统地研究了多种进样方法及其优化问题。常用的微芯片通道形状如图6所示，有十字交叉结构、Double-T结构以及T型结构。对于十字交叉结构与Double-T结构，一般采用电动进样法，它的原理是利用电场作用下芯片中的EOF来推动液体的整体移动，该方法虽然操作方便，但由于电泳力的存在会使得离子分离，存在检测偏差。Double-T结构相对于十字交叉结构，增加了进样通道与分离通道交叉位置处的样品量进而提高了检测精度。对于这两种结构常用的电动进样方法有有十字进样法、回流进样法、Double-L进样法等。对于T型结构，一般采用压力进样，压力进样是指通过外界辅助装置施加一定的压力将待测样品注入微芯片中，该方法采用加压的方法将极少量的样品注入到微通道的特定位置, 对实验条件以及装置的要求很高。也有少数文献[72]在T型结构中采用电动进样，该方法对进样时间以及进样电压的控制要求较高，一般采用全自动进样。

5 实验方法

目前，微芯片电泳实验方法比较热门的两个研究方向是进样(Sample injection)和预浓缩(Preconcentration)。

目前，微芯片电泳的检出限约为10-7～10-6 mol/L，然而很多情况下要求更低检出限。如何将待测样品的浓度值预浓缩是微芯片电泳领域一个重要的方向[61,62]。Cong等[63]采用气动阀对样品进行了浓缩(图7A)，当气动阀关闭时，高电压可以击穿气动阀使得电流通过但液体却无法通过，进而将待测样品中的离子在气动阀上游不断浓缩，该方法可在230 s内将样品浓缩约450倍。Chiu等[64]设计了一种收缩型微通道，并将Nafion-nanoporous膜引入到芯片中，利用微观界面下的离子浓缩极化效应(Ion concentration polarization，ICP)[65]对待测样品进行了预浓缩，可以将样品浓缩约500倍。如图7B所示，Kitagawa等[66,67]采用电渗流泵的大体积样品堆叠(Large-volume sample stacking with an electroosmotic flow pump, LVSEP)以及场放大进样(Field-amplified sample injection, FASI)技术对样品进行了在线浓缩，大大降低了芯片的检出限。

图6 3种不同的微芯片通道结构：(A) 十字交叉结构; (B) Double-T交叉结构; (C) T型结构。 Fig.6 Three structures of microchip channel. (A) Traditional crossing structure; (B) Double-T crossing structure; (C) Single T structure.

从以上我们不难发现，如果译者根据字面意义采取字对字的直译方法，那么蕴气式可以表达为“qunqi shi”，那么读者就会感到茫然，尤其是对第一次接触中国传统文化——气功的人来说，他们会感到很奇怪。“蕴气”“凝神静气、呼吸自然”和“深、平、稳”的方式为中国气功的运气方式。运气，对调动人体的精、气、神，都有很好的效果。译者此处采取了归化的翻译策略，可以说恰当地传达出意义，使读者一目了然。“盘龙”翻译为“coiling dragon”也不失为上策，相信译语读者获取的意义与源语读者阅读“盘龙”二字所获取的信息是相同的，效果应该是一致的。

近年来，一些学者在进样方面提出了一些新的方法。Gabriel等[58]采用0.6 μL的电子微量吸液管作为微芯片的水力(Hydrodynamic, HD)进样器，提高了微芯片的检测分辨率和每次进样的重复性。Ha等[59]采用微注射器与针刺的方法实现了纳升级的连续进样，该方法减少了试剂消耗，并且可以在微通道的任意位置进行进样。Ha等[60]采用预先设定好体积的微芯片腔作为一个“进样圈(Injection loop)”，通过控制进样圈周边的4个微阀的开关实现了定量进样，该方法既能有效消除电动进样产生的离子偏差，又能很好地控制进样的精度。

图7 两种预浓缩方法。(A)采用气动阀结构[63]和(B) 采用LVSEP及FASI对样品进行浓缩[67] Fig.7 Preconcentration using (A) a pneumatic microvalve[63] and (B) LVSEP combined with FASI[67]

再次，要提升翻译教材质量，课本是学习的基础，而且中国学生有一定的盲信课本的缺点呢，因此，面对琳琅满目的教材，如何选择极其重要。这就需要广大编者，出版社，教师从实际问题出发，具体问题具体分析。切实根据翻译专业培养目标和学科特点，选择适合的教材。

式中：ηt为汽轮机理想循环热效率；ηi为汽轮机的相对内效率；ηm为汽轮机的机械效率，取值0.99；ηg为发电机效率，取值0.99；ηb为锅炉热效率；ηp为管道效率，取值0.99。

不同的材料需采用不同的工艺，微芯片的制作材料通常分为无机材料和有机材料。早期的微芯片制造工艺源自于MEMS技术[26]，硅、石英和玻璃是常用的制作材料，采用光刻、腐蚀等工艺来制作微通道[27]，这类方法耗时长、成本高、工艺复杂。有机材料的出现为微芯片的制作开启了一个新的方向。与无机材料相比，有机材料易加工、成本低、加工工艺简单。有机材料可分为热固性材料和热塑性材料。热固性材料以聚二甲基硅氧烷(Polydimethysiloxane，PDMS)为代表，将PDMS预聚物与固化剂按照一定比例混合搅匀，倒在刻有微通道的阳模上，给予一定的温度和时间来完成PDMS的固化，以此实现通道由阳模到PDMS的复制[28]。热塑性材料以聚甲基丙烯酸甲酯(Polymethyl methacrylate，PMMA)为代表，通常采用热压工艺制作微通道[29]，将PMMA材料在一定温度下压在预先制作好的阳模上，进而制作出所需的微通道。

6 微芯片电泳在离子检测中的应用

微芯片电泳相对于其它检测技术，具有检测迅速、消耗试剂少、易于集成化等优势。近年来，C4D检测的微芯片电泳在离子检测方面的应用逐渐成为热门研究领域。在医疗检测领域，检测人体血液中的某些离子成分及浓度是一种非常必要的辅助医疗手段。锂制剂是一种治疗躁郁症(Biopolar disorder)非常有效的药品，对于口服过锂制剂的患者，血液中锂的含量应严格控制在一定的范围内。Floris和Staal等[6,70]先后制作并改进了一种即时检测(Point of care, POC)的微芯片,并用于检测血液中的Li+含量，进而辅助治疗躁郁症。重金属离子(如Pb2+、Hg2+、Cd2+)以及过量的金属离子都会给人体带来非常严重的健康问题。微芯片电泳同样吸引了众多研究者在环境检测以及污水处理领域进行应用研究。Liu等[69]开发了一种基于C4D的微芯片对Mn2+、Cd2+、Co2+、Cu2+的标准溶液进行了检测。Yan等[39]采用PDMS/PET材料制作了微芯片，对湘江水中的Zn2+、Cd2+、Cu2+等离子进行了检测。Freitas等[71]采用微芯片电泳技术分别对鱼缸水、生物肥料以及河水中的Cl-等离子进行了检测。近年来，农业方面提出了精准农业的概念，精准施肥、水肥一体化成为农业管理方面重要的研究方向，然而对土壤中养分离子的精准检测是实现精准施肥的前提。一些研究者尝试将微芯片电泳用于土壤养分离子的检测。Smolka等[72]基于C4D微芯片电泳研发了一种便携式仪器对土壤中的养分离子进行了检测。Xu等[73]研制了一种土壤水提取器，并结合微芯片电泳对土壤中的养分离子进行了实测。

近年来微芯片电泳在离子检测中的应用汇总于表1。

在本质上，如何构建国有资产共享机制的过程就是公有制下如何配置国有资产，如何进行科学分配的过程，因此，构建行政事业单位国有资产共享机制有利于推动我国公有制稳步发展，为巩固社会主义体制打下基础，更好地探索中国特色社会主义的发展。

表1 近年来微芯片电泳在离子检测中的应用

Table 1 Application of ME in ions detection in recent years

领域Field分析离子Analyte缓冲液成分Buffercomposition检测参数Detectionparameter制作材料Fabricationmaterial样本类型Sampletype检出限LODs参考文献Ref．医疗MedicineLi+--玻璃Glass血清、全血Serum，wholeblood-[6]环境EnvironmentNa+，K+，Ca2+，Mg2+，SO2-4，PO3-430mmol/LMES/His，pH6．0600kHz，2Vpp石英Quartz生质柴油Biodiesel0．06～0．60mg/L[68]环境EnvironmentMn2+，Cd2+，Co2+，Cu2+6mmol/LMES/His，pH6038kHz，20VppPMMA标准溶液Standardsolution07～54μmol/L[69]医疗MedicineLi+，K+20mmol/LMES/His，pH61300kHz，3VppPMMA/纸PMMA/paper人体眼泪Humantears49～90μmol/L[33]医疗MedicineLi+，Na+，Ca2+，Mg2+40mmol/Llysine/His/tartaricacid，01%hydroxypropylmethylcellulose-玻璃Glass血清、尿液、全血Serum，urine，wholeblood-[70]环境EnvironmentZn2+，Cd2+，Cu2+01mol/Laceticacid，pH4060kHz，160VppPDMS/ITO⁃PET湘江水WaterfromXiangjiangRiver58～143μmol/L[39]环境EnvironmentCl-，NO-3，SO2-4，NO-230mmol/LLacticacid，15mmol/LHis1100kHz，60Vpp玻璃Glass鱼缸水、生物肥料、河水Aquariumsam⁃ple，biofertili⁃zer，riverwater20～49μmol/L[71]农业AgricultureNO-3，NH+4，K+PO3-430mmol/LMES/His，4mmol/Lcrown⁃6⁃ether，01%methylcellu⁃lose，pH65-玻璃/PMMAGlass/PMMA土壤Soil3～10μmol/L[72]农业AgricultureCl-，NO-3，SO2-4，H2PO-430mmol/LMES/His，4mmol/L18⁃crown⁃6，01%methylcellulose，pH6062kHz，5mVpp玻璃/PDMSGlass/PDMS土壤Soil725μmol/L[73]

7 问题与展望

微芯片电泳发展至今已经走过了近三十年的历程，逐渐完善改进。然而其高昂的制作成本、费时的制造工艺将这一类产品的应用范围限定在实验室以及特殊的应用领域。商业化的产品与实验室的原理芯片存在较大的距离，在许多应用细节上存在着需要克服的难题，例如如何将所有的功能元件集成化又不产生彼此之间的互相干扰、如何保证仪器检测的稳定可靠、如何去克服一些盲区操作(例如进样过程中引入了气泡)、如何让未经训练的普通工作人员操作专业化设备。这些问题还需要研究人员与工程技术人员去解决。

微纳尺度下流体的精确控制一直是微流控领域的技术难点，在电泳微芯片中待测样品的精确进样是核心问题。电动进样虽然方便快捷，但电泳力的存在使得检测值偏离实际值; 压力进样则对设备与环境的要求较高。要实现微芯片电泳的普遍应用，亟需一种简易、精准的进样技术。

农业示范区以保加利亚公司为依托，普罗夫迪夫农业大学、中国农科院、中国杂交水稻研究中心、华大基因农业集团等20余个中保科研机构和企业参与建设，形成了农业科研基地。

微芯片电泳技术要真正地走向实用化，不仅要克服上述问题，还应在以下两个方面继续做更多的研究工作。一方面是对样品的有效提取与处理，即前处理，应包括所测样品中待测离子的可靠提取及低浓度样品的预浓缩，这方面的研究刚起步，并且不同样品的离子提取方法千差万别。另一方面是对检测信号的可靠识别，即根据所测信号快速、精准地得出待测样品中各离子的种类与浓度，这需要大量的标定实验作为依据，这方面的工作在文献中也鲜有报道。微芯片电泳技术这两方面的工作是必不可少的，既是挑战，也是机遇。

随着技术的发展、制造工艺的革新，一些新的制作方法逐步进入微芯片制作领域，如3D打印技术、纸芯片、超声加工[74～76]等。随着这些技术的引入，微芯片的制作势必进一步简化，会在很大程度上推动微芯片电泳的发展。目前，微芯片电泳主要应用于生物、医疗、环境、土壤学等领域，虽然这些应用仅处于起步阶段，在应用中有很多技术问题亟待解决，但是微芯片电泳的应用前景不应只限于这些领域，在未来将会作为一种传感元器件甚至是功能元器件应用于更多领域。

References

1 Tekile A, Kim I, Kim J. J. Environ. Sci., 2015, 30: 113-121

2 Zhang Y, Ma R, Hu M, Luo J, Li J, Liang Q. Sci. Total Environ., 2017, 584-585: 651-664

3 Gao X, Chen C T A. Water Res., 2012, 46(6): 1901-1911

4 Koliaki C, Katsilambros N. Nutr. Rev., 2013, 71(6): 402-411

5 Aaron K J, Sanders P W. Mayo. Clin. Proc., 2013, 88(9): 987-995

6 Floris A, Staal S, Lenk S, Staijen E, Kohlheyer D, Eijkel J, Berg A. Lab Chip, 2010, 10(14): 1799-1806

7 Matsumoto A, Tamura A, Koda R, Fukami K, Ogata Y H, Nishi N, Thornton B , Sakka T. Anal. Chem., 2015, 87(3): 1655-1661

8 Peng Y, Guo W, Zhang J, Guo Q, Jin L, Hu S. Microchem. J., 2016, 124: 127-131

9 Marcos D R, Parson J, Garcia H, Corral A A Y, Cruz J G, Alfredo C T, Duarte M A, Gardea-Torresday J. Phys. Rev. Res. Int., 2011, 1(2): 29-44

10 Manz A, Graber N, Widmer H A. Sens. Actuators B, 1990, 1(1-6): 244-228

11 Guijt R M, Baltussen E, Steen G, R. Schasfoort B M , Schlautmann S, Billiet H A H, Frank J, Dedem G W K, Berg A. Electrophoresis, 2001, 22(2): 235-241

12 Kirby B J. Micro- and Nanoscale Fluid Mechanics, New York: Cambridge Univ. Press, 2010: 131-151

13 Charhrouchni I, Pallandre A, Potier I L, Deslouis C, Gosnet A M H. Electrophoresis, 2013, 34(5): 725-735

14 Brito-Neto J G A, Silva J A F, Blanes L, Lago C L. Electroanalysis, 2005, 17(13): 1198-1206

15 Smejkal P, Bottenus D, Breadmore M C, Guijt R M, Ivory C F, Foret F, Macka M. Electrophoresis, 2013, 34(11): 1493-1509

16 Harrison D J, Manz A, Fan Z,Ludi H, Widmers H M. Anal. Chem., 1992, 64(17): 1926-1932

17 Zhu X, Liu G, Xiong Y, Guo Y, Tian Y. Journal of Physics: Conference Series, 2006, 34: 875-879

18 Koczka P I, Bodoki E, Gaspar A. Electrophoresis, 2016, 37(3): 398-405

19 Vazquez M, Frankenfeld C, Coltro W K T, Carrilho E, Diamonda D, Lunte S M. Analyst, 2010, 135(1): 96-103

20 Puchberger-Enengl D, Bipoun M, Smolka M , Krutzler C, Keplinger F, Vellekoop M J. Proc. SPIE, 2013, 8763: 1-6

21 Gaudry A J, Nai Y H, Guijt R M, Breadmore M C. Anal. Chem., 2014, 86(7): 3380-3388

22 Mahabadi K A, Rodriguez I, Lim C Y, Maurya D K, Hauser P C, Rooij N F. Electrophoresis, 2010, 31(6): 1063-1070

23 Ansari K A, Ying J Y S, Hauser P C, Rooij N F, Rodriguez I. Electrophoresis, 2013, 34(9-10): 1390-1399

24 Coltro W K T, Neves R S, Motheo A J,Silva J A F, Carrilho E. Sens. Actuators B, 2014, 192(3): 239-246

25 Ali I, Alharbi O M L, Sanagi M M. Environ. Chem. Lett., 2016, 14(1): 79-98

26 Kovacs G T A, Petersen K, Albin M. Anal. Chem., 1996, 68(13): 407A-412A

27 Chung S E, Lee S A, Kim J, Kwon S. Lab Chip, 2009, 9(19): 2845-2850

28 Liu C C, Cui D F. Microsyst. Technol., 2005, 11(12): 1262-1266

29 Horng R H, Han P, Chen H Y, Lin K W, Tsai T M, Zen J M. J. Micromech. Microeng., 2005, 15(1): 6-10

30 Chagas C L S, Duarte L C, Junior E O L, Piccin E, Dossi N, Coltro W K T. Electrophoresis, 2015, 36(16): 1837-1844

31 Junior E O L, Duarte L C, Braga L E P, Gobbi A L, Jesus D P, Coltro W K T. Microsyst. Technol., 2015, 21(6): 1345-1352

32 Junior E O L, Gabriel E F M, Santos R A, Souza F R, Lopes W D, Lima R S, Gobbi A L, Coltro W K T. Electrophoresis, 2017, 38(2): 250-257

33 Santana P P, Segato T P, Carrilho E, Lima R S, Dossi N, Kamogawa M Y, Gobbi A L, Piazzetaf M H, Piccin E. Analyst, 2013, 138(6): 1660-1664

34 Liu J, Xu F, Wang S, Chen Z, Pan J, Ma X, Jia X, Xu Z, Liu C, Wang L. Electrochem. Commun., 2012, 25(21): 147-150

35 Liu J, Wang J, Chen Z, Yu Y, Yang X, Zhang X, Xu Z, Liu C. Lab Chip, 2011, 11(5): 969-973

36 Fu L M, Lee C Y, Liao M H, Lin C H. Biomed. Microdevices, 2008, 10(1): 73-80

37 Henderson R D, Guijt R M, Andrewartha L, Lewis T W, Rodemann T, Henderson A, Hilder E F, Haddad P R, Breadmore M C. Chem. Commun., 2012, 48(74): 9287-9289

38 Zhao J, Chen Z, Li X, Pan J. Talanta, 2011, 85(5): 2614-2619

39 Yan X, Liu W, Yuan Y, Chen C. Anal. Methods, 2015, 7(12): 5295-5302

40 Gaudry A J, Breadmore M C, Guijt R M. Electrophoresis, 2013, 34(20-21): 2980-2987

41 Thredgold L D, Khodakov D A, Ellisa A V, Lenehan C E. Analyst, 2013, 138(15): 4275-4279

42 Junior G D, Silva J A F, Francisco K J M, Lago C L, Carrilho E, Coltro W K T. Electrophoresis, 2015, 36(16): 1935-1940

43 Petroni J M, Lucca B G, Ferreira V S. Anal. Chim. Acta, 2017, 954: 88-96

44 Chen C H, Lin Y T, Lin M S. Anal. Chim. Acta, 2015, 874: 33-39

45 Long H P, Lai C C, Chung C K. Surf. Coat. Tech., 2017, 320: 315-319

46 Campos R P S, Yoshida I V P, Silva J A F. Electrophoresis, 2014, 35(16): 2346-2352

47 Bashir S, Bashir M, Solvas X C, Rees J M, Zimmerman W B. Micromachines, 2015, 6(10): 1445-1458

48 Park J, Jo K H, Park H Y, Hahn J H. Sens. Actuators B, 2016, 232: 428-433

49 Shahsavan H, Quinn J, Eon J, Zhao B. Colloids Surfaces A, 2015, 482: 267-275

50 Chen J, Liang R P, Wu L L, Qiu J D. Electrophoresis, 2016, 37(12): 1676-1684

51 Yu H, Chong Z Z, Tor S B, Liua E, Loha N H. RSC Adv., 2015, 5(11): 8377-8388

52 Yasui T, Mohamadi M R, Kaji N, Okamoto Y, Tokeshi M, Baba Y. Biomicrofluidics, 2011, 5(4): 044114

53 Kitsara M, Nwankire C E, Walsh L, Hughes G, Somers M, Kurzbuch D, Zhang X, Donohoe G G, Kennedy R O, Ducree J. Microfluid. Nanofluid., 2014, 16(4): 691-699

54 Karlinsey J M. Anal. Chim. Acta, 2012, 725: 1-13

55 Saito R M, Coltro W K T, Jesus D P. Electrophoresis, 2012, 33(17): 2614-2623

56 Wang W, Wang Z, Lin X, Wang Z, Fu F. Talanta, 2012, 100(20): 338-343

57 Tsai C H, Yang R J, Tai C H, Fu L M. Electrophoresis, 2005, 26(3): 674-686

58 Gabriel E F M, Santos R A, Junior E O L, Rezende K C A, Coltro W K T. Talanta, 2017, 162: 19-23

59 Ha J W, Hahn J H. Anal. Chem., 2016, 88(9): 4629-4634

60 Ha N S, Ly J, Jones J, Cheung S, Dam R M. Anal. Chim. Acta, 2017, 985: 129-140

61 Ken J, Sue Y S. Chromatography, 2012, 33(1): 25-33

62 Kitagawa F, Kawai T, Sueyoshi K, Otusuka K. Anal. Sci., 2012, 28(2): 85-93

63 Cong Y Z, Katipamula S, Geng T, Prost S A, Yang K Q, Kelly R. Electrophoresis, 2016, 37(3): 455-462

64 Chiu P H, Weng C H, Yang R J. Sensors, 2015, 15(12): 30704-30715

65 Son S Y, Lee S, Lee H, Kim S J. BioChip J., 2016, 10(4): 251-261

66 Kitagawa F, Kinami S, Takegawa Y, Nukatsuka I, Sueyoshi K, Kawai T, Otusuka K. Electrophoresis, 2017, 38(2): 380-386

67 Kitagawa F, Ishiguro T, Tateyama M, Nukatsuka I, Sueyoshi K, Kawai T, Otsuka K. Electrophoresis, 2017, 38(16): 2075-2080

68 Nogueira T, Lago C L. Microchem. J., 2011, 99(2): 267-272

69 Liu B, Zhang Y, Mayer D, Krause H J, Jin Q, Zhao J, Offenhausser A, Xu Y. Electrophoresis, 2012, 33(8): 1247-1250

70 Staal S, Ungerer M, Floris A, Brinke H W T, Helmhout R, Tellegen M, Janssen K, Karstens E, Arragon C, Lenk S, Staijen Erik, Bartholomew J, Krabbe H, Movig K, Dubsky P, Berg A, Eijkel J. Electrophoresis, 2015, 36(5): 712-721

71 Freitas C B, Moreira R C, Tavares M G O, Coltro W K T. Talanta, 2016, 147: 335-341

72 Smolka M, Enengl D P, Bipoun M, Klasa A, Kiczkajlo M, Smiechowski W, Sowinski P, Krutzler C, Keplinger F, Vellekoop M J. Precision Agric., 2017, 18(2): 152-168

73 Xu Z, Wang X, Weber R J, Kumar R, Dong L. IEEE Sens. J., 2017, 17(14): 4330-4339

74 Chan H N, Chen Y, Shu Y, Chen Y, Tian Q, Wu H. Microfluid. Nanofluid., 2015, 19(1): 9-18

75 Chagas C L S, Souza F R, Cardoso T M G, Moreira R C, Silva J A F, Jesus D P, Coltro W K T. Anal. Methods, 2016, 8(37): 6682-6686

76 Viswanath A, Li T, Gianchandani Y. J. Micromech. Microeng., 2014, 24(6): 065017