随着社会老龄化进程加速，骨性关节炎(OA)的发病率日趋上升，已成为常见的关节疾病之一。OA的主要病理改变包括关节软骨组织变性、软骨下骨硬化、骨赘形成、滑膜组织炎症及纤维化，可导致关节的慢性疼痛、僵硬和功能丧失[1-2]。已有的研究表明，OA发病与年龄、性别、肥胖、损伤、细胞因子及遗传变异相关，尤以转化生长因子(TGF)-β与OA发生和发展的关系最为密切[1]。

1 TGF-β及其相关的信号转导通路

TGF-β是多肽类细胞因子，属于TGF-β超家族，参与多种细胞的生长、分化、凋亡及免疫调节等过程。TGF-β有3种亚型：TGF-β1、TGF-β2和TGF-β3[3]。TGF-β受体是丝氨酸/苏氨酸激酶受体，可分为Ⅰ型受体(TβRⅠ)和Ⅱ型受体(TβRⅡ)。TGF-β通过经典和非经典途径进行信号转导[4]。经典途径中，具有生物活性的TGF-β二聚体先与TβRⅡ结合，再招募TβRⅠ形成异聚复合物，然后激活下游的信号分子Smad蛋白。TβRⅠ也被称为激活素受体样激酶(ALK)，有7种亚型，ALK 5能使Smad 2和Smad 3磷酸化，ALK 1、ALK 2、ALK 3和ALK 6能使Smad 1、Smad 5、Smad 8磷酸化。磷酸化后激活的Smad蛋白可与Smad 4形成异源性多聚复合物，并移至细胞核内与DNA结合，以调节相关基因的表达[5]。对OA发生发展的影响主要涉及经典途径。

本文根据文献[6]所得钢-混凝土双面组合箱梁在日照条件下正负弯矩区截面的温度分布，应用有限元软件ANSYS分别对正负弯矩区不同位置施加不同的温度荷载进行温度效应计算。采用间接耦合解法，即对于热—结构耦合场的运算，先进行温度场的计算，得到结构温度场，在ANSYS中得到rth文件，再将温度场作为体力代入到模型中计算结构的应力场。这种方法需要在运算过程中进行单元的转换，但对单元的要求有所降低。在温度场计算时，单元只需温度自由度，在结构场计算时，转换为结构单元。其方法与直接耦合解法相比，各个点的矩阵方程减小了，运算仅为单场运算，计算快捷，在研究和实际工程计算中运用较为广泛。

2 TGF-β与OA

研究显示，OA患者膝关节液中TGF-β的浓度明显上升，大约是正常人的4倍[6]，表明高浓度TGF-β可能与OA发生密切相关。另有研究比较160例OA患者和80例健康人血清中TGF-β的浓度，发现OA患者血清TGF-β表达水平显著升高，并提出血清TGF-β浓度>12.11 ng/mL可作为OA的诊断指标[7]。基因组学分析发现，TGF-β信号转导通路中的配体和转录因子的遗传变异也与OA发生相关。对TGF-β1单核苷酸多态性与膝关节OA易感性关系的研究发现，TGF-β基因突变可增加中国汉族人群膝关节OA的患病风险[8]。

此外，TGF-β信号转导通路中信号分子成分的变化也与OA的发生和发展高度相关。研究发现，Asporin在OA的软骨基质中呈高表达[9]。Asporin属于富含亮氨酸重复序列的小分子蛋白多糖家族(SLRP)，它可与TGF-β1结合抑制TGF-β1与TβRⅡ的相互作用[10]，阻碍TGF-β1信号转导通路，进而引起OA的发生和发展。由此表明，TGF-β的拮抗剂在OA的发生和发展过程中扮演着重要角色。此外，Smad 3的单核苷酸多态性和突变同样是OA发生的危险因素[11]。Smad 3为TGF-β信号转导途径中最重要的信使[12]，可直接影响OA的发生和发展。有研究通过对比112例OA患者和120例健康人的Smad 3基因发现，T等位基因和G等位基因突变是OA发生的高危因素[13]。

3 TGF-β信号转导通路对关节软骨的影响

病理情况下，TGF-β对软骨具有破坏作用。MMP-13是细胞外基质ColⅡ的主要水解酶[17]，在OA的关节软骨中，其表达量与TGF-β1的表达量呈正相关[18]。MMP-13经TGF-β/ALK 1/Smad 1/Smad 5/Smad 8信号转导通路诱导而合成，可导致软骨基质降解，使软骨病损面积扩大、软骨细胞增殖及肥大化。与此同时，关节软骨也开始出现血管化和局灶性钙化[19]。de Kroon 等[20]利用TGF-β诱导骨髓间充质干细胞(BMSC)向软骨细胞定向分化。研究中发现，细胞中ALK 5和ALK 1的表达量增加，表明软骨细胞中存在TGF-β/ALK 5/Smad 2/Smad 3和TGF-β/ALK 1/Smad 1/Smad 5/Smad 8两条信号转导通路，它们对软骨细胞的影响有很大不同，与患者的年龄、关节腔中TGF-β浓度及肥胖等因素相关[1]。软骨形成早期， TGF-β/ALK 5/Smad 2/Smad 3信号转导通路占主导；当衰老、TGF-β浓度升高时，TGF-β/ALK 1/Smad 1/Smad 5/Smad 8占主导。具体而言，软骨细胞中存在多种ALK。当一些不利因素引起ALK 5表达降低时，软骨细胞中ALK 5/ALK 1的值降低，致Smad 1/Smad 5/Smad 8通路的TGF-β信号转导相对增强，促使软骨细胞去分化。去分化的软骨细胞表现为非典型胶原(ColⅠA1和ColⅩA1)和MMP-13表达增加，蛋白多糖的表达降低[1]。在OA患者中，由于TGF-β/ALK 1/Smad 1/Smad 5/Smad 8信号转导通路占主导，故体现出TGF-β对关节软骨组织的破坏作用。

王楙在世，早陈振孙30多年，据其所言，其时犹藏通行宋本，即《崇文》本。而这个本子即是贺方回家藏写本，后为王楙所得者。

生理情况下，TGF-β能促进软骨细胞合成细胞外基质。有文献报道， TGF-β可通过激活Smad 2/Smad 3信号转导通路抑制软骨细胞的进一步分化，以维持软骨细胞的正常表型[14]，使关节软骨具有最大限度地吸收、缓冲应力的生物力学特性。Chavez等[15]研究发现，TGF-β通过Smad 2/Smad 3调控软骨细胞下游PAPSS 2 mRNA基因的转录，使Ⅱ型胶原(ColⅡ)和蛋白聚糖(ACAN)的表达增加。有研究者对体外培养的透明软骨进行检测，发现透明软骨中仅表达磷酸化的Smad 2/Smad 3，而不表达基质金属蛋白酶(MMP)-13和Ⅹ型胶原(ColⅩ)[16]。以上证据表明，TGF-β通过Smad 2/Smad 3信号转导通路对软骨细胞表型的维持起着非常重要的作用。

2.3 两例SAT合并甲状腺乳头状癌患者，急性期首次超声检查因两种弹性成像指标缺乏对比，未能提示恶性结节（图3）。

4 TGF-β信号转导通路对软骨下骨的影响

为确定内源性TGF-β对骨赘和关节软骨的作用，有研究通过清除可溶性TβRⅡ以阻断TGF-β的活性。研究结果显示，内源性TGF-β信号转导被抑制可完全阻止骨赘形成，而应用重组的可溶性TβRⅡ可显著增加关节软骨的蛋白多糖损失，并使关节软骨厚度减少。总而言之，内源性TGF-β是骨赘形成中的关键因素，但在保护软骨损失方面也具有重要作用[23]。若将TGF-β1注射到正常关节中，可诱发特定部位骨赘形成[24]。

骨赘形成是OA的另一特征性表现。OA患者中，TGF-β信号转导不仅有利于软骨细胞稳态的调控，而且在骨赘形成和软骨下骨细胞行为操纵等方面也起着关键作用。Sakao等[21]对19例膝关节OA患者软骨下骨和骨赘的研究发现，TGF-β1 mRNA和TGF-β3 mRNA的表达水平均高于健康人。在OA小鼠模型中也检测到TGF-β1和TGF-β3的表达增加。有研究指出，OA患者的软骨下骨中含有较高浓度的TGF-β1，它可使间充质干细胞簇及骨赘形成增加，最终导致OA发生。而TGF-β抗体则能使骨微结构得到改善，降低OA的严重程度，并延缓关节退化进程[22]。

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TGF-β还可通过促进骨形态发生蛋白(BMP)-2的成骨作用，引起软骨下骨改建。在OA患者的软骨细胞中，BMP-2表达量明显高于正常人[25]。Blaney Davidson等[26]利用基因转染技术，促使BMP-2在正常小鼠的软骨中高表达，但并未发现小鼠关节中有骨赘形成；而在OA模型小鼠中，BMP-2高表达则促进了骨赘形成；若抑制TGF-β信号转导，BMP-2介导的骨赘形成速率可明显减慢。后续实验也发现，TGF-β和BMP-2都能诱导小鼠膝关节的骨赘形成，但经TGF-β诱导形成的骨赘与OA模型小鼠关节中的骨赘更接近。研究者们认为，经TGF-β诱导形成的骨赘主要由骨膜构成，而经BMP-2诱导者则来自于生长板，内含软骨细胞样表型细胞[27]。

5 TGF-β信号转导通路对滑膜的影响

关节周围滑膜组织的病变也会诱导OA的发生和发展[28]。滑膜具有丰富的血管网，可分泌大量滑液。滑液中含润滑剂和透明质酸(HA)，不仅有助于减少运动时关节软骨间的摩擦，以保护和维持关节软骨表面的完整性和生理功能，而且也是去除软骨细胞代谢产物和软骨基质碎屑的重要中转站[29]。

滑膜的增生、纤维化、血管密度增加及炎症细胞浸润是OA滑膜组织病变的常见特征。近期研究表明，低度炎性反应在OA的发病机制中起着核心作用[30]。滑膜炎症会诱使巨噬细胞聚集和活化，活化的巨噬细胞通过分泌S 100 A8和S 100 A9蛋白增加TGF-β信号转导[31]，并使OA的骨赘形成加剧[32]。OA患者的滑膜标本中已检测到TGF-β明显升高，证实TGF-β信号转导通路在OA进展期对滑膜炎的产生发挥着关键作用[33]。TGF-β1的激活可启动多种器官对伤口进行修复，促使临时胶原蛋白表达。然而，临时胶原蛋白基因若被过度频繁地强化，将会引起临时胶原蛋白聚集，致组织纤维化[34]。Qadri等[35]的研究发现，阻断TGF-β/ALK 5可明显抑制滑膜纤维化。Becerra等[36]利用信号转导与转录激活子(STAT)3可与Smad蛋白直接相互作用的特性，抑制TGF-β/ALK 5/Smad信号转导通路，使TGF-β1介导的纤维化明显降低。此外，STAT 3还可增加微小RNA miR-29的表达[24]，而miR-29也与滑膜纤维化相关。Ko等[37]研究发现，膝关节OA的滑膜组织中miR-29a处于低表达状态。后续实验发现，利用转基因技术使miR-29a在小鼠体内过表达可抑制小鼠滑膜成纤维细胞TGF-β1的表达，进而阻止滑膜过度纤维化。此外，miR-29a还可降低滑膜成纤维细胞中血管内皮生长因子的产生和促血管生成活性。这些结果均表明，TGF-β是OA滑膜纤维化的重要驱动力，可使关节损害进一步加重。

6 结语

TGF-β可从关节软骨、软骨下骨和滑膜3方面影响整个关节的结构和功能，进而诱发OA发生。其机制包括：①通过Smad 1/Smad 5/Smad 8信号转导通路，促使软骨细胞肥大化，并加速分泌MMP-13，使软骨细胞外基质降解；②改变软骨下骨细胞行为引起骨赘形成；③促进滑膜细胞增殖、炎症细胞浸润和纤维化引起关节滑膜炎。除TGF-β外，白细胞介素、肿瘤坏死因子-α、雌激素等也与OA的发生和发展相关。此外，TGF-β信号转导通路与Wnt信号转导通路存在交叉调控作用。因此，TGF-β在OA发生和发展中的调控作用机制还有待深入研究。

参考文献

[ 1 ] van der Kraan PM. The changing role of TGFβ in healthy,ageing and osteoarthritic joints[J]. Nat Rev Rheumatol, 2017, 13(3): 155-163.

[ 2 ] Martel-Pelletier J, Barr AJ, Cicuttini FM, et al. Osteoarthritis[J]. Nat Rev Dis Primers, 2016, 2: 16072.

[ 3 ] Ribeiro A, Freitas C, Matos L, et al. Age-related expression of TGF beta family receptors in human cumulus oophoruscells[J]. J Assist Reprod Genet, 2017, 34(9): 1121-1129.

[ 4 ] Jafarzadeh M, Soltani BM. Hsa-miR-590-5p interaction with SMAD3 transcript supports its regulatory effect on the TGFβ signaling pathway[J]. Cell J, 2016, 18(1): 7-12.

[ 5 ] Zhang C, Wang L, Wang H, et al. Identification and characterization of functional smad8 and smad4 homologues from echinococcus granulosus[J]. Parasitol Res, 2014, 113(10): 3745-3757.

[ 6 ] 邵俊杰, 蒋垚, 张先龙, 等. 白介素-6和转化生长因子-β1在膝骨关节炎发病中的作用[J]. 上海医学, 2002, 25(Suppl 1): 30-32.

[ 7 ] He J, Cao W, Azeem I, et al. Transforming growth factor betal being considered a novel biomarker in knee osteoarthritis[J]. Clin Chim Acta, 2017, 472: 96-101.

[ 8 ] Lu N, Lu J, Zhou C, et al. Association between transforming growth factor-beta 1 gene single nucleotide polymorphisms and knee osteoarthritis susceptibility in a Chinese Han population[J]. J Int Med Res, 2017, 45(5): 1495-1504.

[ 9 ] Jiang X, Wu CA, Wang Y, et al. Knockdown of asporin affects transforming growth factor-β1-induced matrix synthesis in human intervertebral annulus cells[J]. J Orthop Translat, 2016, 7: 1-6.

[10] Kou I, Nakajima M, Ikegawa S. Binding characteristics of the osteoarthritis-associated protein asporin[J]. J Bone Miner Metab, 2010, 28(4): 395-402.

[11] Su SL, Yang HY, Lee HS, et al. Gene-gene interactions between TGF-β/Smad 3 signalling pathway polymorphisms affect susceptibility to knee osteoarthritis[J]. BMJ Open, 2015, 5(6): e007931.

[12] Steinberg J, Ritchie GRS, Roumeliotis TI, et al. Integrative epigenomics, transcriptomics and proteomics of patient chondrocytes reveal genes and pathways involved in osteoarthritis[J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 8935.

[13] Kang B, Zhao F, Zhang X, et al. Association between the interaction of SMAD3 polymorphisms with body mass index and osteoarthritis susceptibility[J]. Int J Clin Exp Pathol, 2015, 8(6): 7364-7370.

[14] van Caam A, Madej W, Garcia de Vinuesa A, et al. TGFβ1-induced SMAD2/3 and SMAD1/5 phosphorylation are both ALK5-kinase-dependent in primary chondrocytes and mediated by TAK1 kinase activity[J]. Arthritis Res Ther, 2017, 19(1): 112.

[15] Chavez RD, Coricor G, Perez J, et al. SOX9 protein is stabilized by TGF-β and regulates PAPSS2 mRNA expression in chondrocytes[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2017, 25(2): 332-340.

[16] Hellingman CA, Davidson EN, Koevoet W, et al. Smad signaling determines chondrogenic differentiation of bone-marrow-derived mesenchymal stem cells: inhibition of Smad1/5/8P prevents terminal differentiation and calcification[J]. Tissue Eng Part A, 2011, 17(7-8): 1157-1167.

[17] Chan CM, Macdonald CD, Litherland GJ, et al. Cytokine-induced MMP13 expression in human chondrocytes is dependent on activating transcription factor 3 (ATF3) regulation[J]. J Biol Chem, 2017, 292(5): 1625-1636.

[18] Aref-Eshghi E, Liu M, Harper PE, et al. Overexpression of MMP13 in human osteoarthritic cartilage is associated with the SMAD-independent TGF-β signalingpathway[J]. Arthritis Res Ther, 2015, 17: 264.

[19] Shen J, Li J, Wang B, et al. Deletion of the transforming growth factor beta receptor type Ⅱgene in articular chondrocytes leads to a progressive osteoarthritis-like phenotype in mice[J]. Arthritis Rheum, 2013, 65(12): 3107-3119.

[20] de Kroon LM, Narcisi R, Blaney Davidson EN, et al. Activin receptor-like kinase receptors ALK5 and ALK1 are both required for TGFβ-induced chondrogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells[J]. PLoS One, 2015, 10(12): e0146124.

[21] Sakao K, Takahashi KA, Arai Y, et al. Asporin and transforming growth factor-beta gene expression in osteoblasts from subchondral bone and osteophytes in osteoarthritis[J]. J Orthop Sci, 2009, 14(6): 738-747.

[22] Zhen G, Wen C, Jia X, et al. Inhibition of TGF-β signaling in mesenchymal stem cells of subchondral bone attenuates osteoarthritis[J]. Nat Med, 2013, 19(6): 704-712.

[23] Scharstuhl A, Glansbeek HL, van Beuningen HM, et al. Inhibition of endogenous TGF-beta during experimental osteoarthritis prevents osteophyte formation and impairs cartilage repair[J]. J Immunol, 2002, 169(1): 507-514.

[24] Yu Y, Wang Y, Niu Y, et al. Leukemia inhibitory factor attenuates renal fibrosis through Stat3-miR-29c[J]. Am J Physiol Renal Physiol, 2015, 309(7): F595-F603.

[25] Nakase T, Miyaji T, Tomita T, et al. Localization of bone morphogenetic protein-2 in human osteoarthritic cartilage and osteophyte[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2003, 11(4):278-284.

[26] Blaney Davidson EN, Vitters EL, Blom AB, et al. A5.18 BMP2 requires TGF-BETA to induce osteophytes during experimental osteoarthritis[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2014, 22(4): S16-S17.

[27] Blaney Davidson EN, Vitters EL, Bennink MB, et al. Inducible chondrocyte-specific overexpression of BMP2 in young mice results in severe aggravation of osteophyte formation in experimental OA without altering cartilage damage[J]. Ann Rheum Dis, 2015, 74(6): 1257-1264.

[28] Kim J, Lin B, Kim S, et al. TGF-β1 conjugated chitosan collagen hydrogels induce chondrogenic differentiation of human synovium-derived stem cells[J]. J Biol Eng, 2015, 9: 1.

[29] Yu H, Ye WB, Zhong ZM, et al. Effect of advanced oxidation protein products on articular cartilage and synovium in a rabbit osteoarthritis model[J]. Orthop Surg, 2015, 7(2): 161-167.

[30] Scanzello CR. Role of low-grade inflammation in osteoarthritis[J]. Curr Opin Rheumatol, 2017, 29(1): 79-85.

[31] Schelbergen RF, de Munter W, van den Bosch MH, et al. Alarmins S100A8/S100A9 aggravate osteophyte formation in experimental osteoarthritis and predict osteophyte progression in early human symptomatic osteoarthritis[J]. Ann Rheum Dis, 2016, 75(1): 218-225.

[32] de Munter W,Geven EJ, Blom AB, et al.Synovial macrophages promote TGF-β signaling and protect against influx of S100A8/S100A9-producing cells after intra-articular injections of oxidized low-density lipoproteins[J].Osteoarthritis Cartilage, 2017, 25(1): 118-127.

[33] Kim YI, Ryu JS, Yeo JE, et al. Overexpression of TGF-β1 enhances chondrogenic differentiation and proliferation of human synovium-derived stem cells[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2014, 450(4): 1593-1599.

[34] Kim KK, Sheppard D, Chapman HA. TGF-β1 signaling and tissue fibrosis[J]. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2018, 10(4): a022293.

[35] Qadri M, Ostrom RS, Elsaid KA. Activation of adenylyl cyclase reduces TGF-β profibrotic response in osteoarthritic fibroblast-like synoviocytes[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2017, 25(1): S274-S275.

[36] Becerra A, Rojas M, Vallejos A, et al. Endothelial fibrosis induced by suppressed STAT3 expression mediated by signaling involving the TGF-β1/ALK5/Smad pathway[J]. Lab Invest, 2017, 97(9): 1033-1046.

[37] Ko JY, Lee MS, Lian WS, et al. MicroRNA-29a counteracts synovitis in knee osteoarthritis pathogenesis by targeting VEGF[J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 3584.