心肌缺血再灌注损伤(myocardial ischemia reperfusion injury, MIRI)是心肌组织在较长时间缺血继而恢复血液灌流后出现的比再灌注前更明显、更严重的损伤和功能障碍。近年来，多项研究表明缺氧诱导因子-1(hypoxia-inducible factors-1, HIF-1)在MIRI中发挥了重要的作用。HIF-1因能诱导促红细胞生成素(erythropoietin，EPO)基因转录而被发现[1]。最近的研究表明，HIF-1可诱导血管生成，参与肿瘤的侵袭与转移，并可运用于抗辐射治疗与化疗[2]。本文结合近年来有关HIF-1的基础研究，归纳总结了HIF-1在MIRI进程中的作用及其相关机制，并对HIF-1介导的缺血预适应和缺血后适应进行了总结。

考虑到边界效应影响，数值计算模型边界取3倍以上洞直径，上部边界取至地表[11]，如图3所示，模型几何尺寸长、宽、高分别为80 m、80 m和50 m。围岩和支护采用实体单元模拟，锁脚锚管采用锚杆单元(Cable)模拟，在地铁区间和高铁盾构隧道交叉部位增加了网格密度以提高计算精度。

1 HIF-1简介

HIF-1是Semenza等于1992年在肝癌细胞中发现的核转录因子，因其在缺氧状态下能增强EPO基因的转录而得名[1]。所有多细胞动物的有核细胞均可表达HIF-1，HIF是由氧调节性α亚基(120 kDa)和稳定表达的β亚基(91～94 kDa)构成的异源二聚体。β亚基又称为芳香烃受体核转运子，其在细胞内稳定表达[3]。HIF-1在哺乳动物中存在三种亚型：HIF-1α、HIF-2α和HIF-3α。HIF-1α和HIF-2α结构上相似，均被广泛研究，HIF-3α是一个多变体，其中一些多变体可抑制HIF-1α和HIF-2α的激活[4]。本文主要讨论HIF-1α在心肌缺血再灌注中的作用及机制。在有氧环境下，HIF通过泛素蛋白酶体途径迅速的多聚泛素化并降解；而在低氧环境下，HIF-1α的羟化反应受抑制导致HIF-1α积累，β亚基不受氧浓度的影响，在细胞核中稳定的表达，HIF-1α迁移到细胞核，并与β亚基二聚化，从而调节基因转录[5]。基于全基因组染色质免疫沉淀法结合DNA测序或mRNA微序列，HIF-1α作为活性亚基，由826个氨基酸构成，其两个末端是感受缺氧信号的活性调控区域，C末端有一个富含脯氨酸-丝氨酸-苏氨酸的氧依赖降解结构域(oxygen-dependent degradationdomain, ODDD)和反式激活结构域(transactivationdomain, TAD)，即TAD-C；N末端含有TAD-N，这些结构域都是缺氧诱导蛋白稳定、核定位和转录激活的调节域。其中TAD-C发挥精细调整作用，TAD-N为激活转录所必需[6，7]。目前HIF直接调控的靶基因数量超过200个，HIF也通过反式激活microRNA而间接调节基因的表达[7，8]。

作为现代市场经济体系的重要组成部分，期货市场凭借其特有的价格发现和套期保值功能在国民经济运行中扮演着不可替代的角色。而原油作为一种重要的能源和化工原料，无论是在经济发展方面还是国家安全方面都具有举足轻重的地位。20世纪90年代以来，国际石油期货市场及相关衍生品市场得到迅猛发展，已成为国际金融市场的一个关键组成部分。期货市场最基础的功能是价格发现，而期货市场能否充分发挥其价格发现功能，市场是否有效率则是前提和关键。

2 HIF-1在心肌缺血再灌注中的作用及机制

心肌缺血缺氧时，机体可通过诱导HIF-1的产生来调节氧平衡。

2.1 HIF-1与肾酶基因

IPC是对心肌组织进行反复的、短暂的缺血，从而激发免疫系统的应急机制，产生和释放内源性保护物质，防止后续的心肌梗死[27]。Guo等用紫彬醇和秋水仙素联合缺氧预适应处理小鼠离体心肌细胞，结果表明微管的毁坏影响了HIF-1在细胞核内的聚集，而缺氧预处理联合中浓度的紫彬醇可以稳定微管结构，并促进HIF-1进入细胞核[28]。王等发现对大鼠进行长期间歇性缺氧及缺血再灌注处理，心肌组织HIF-1表达增加，同时伴有VEGF上调及心肌毛细血管的增生，提示HIF-1参与了间歇性缺氧及缺血再灌注中心肌氧代谢的调控[29]。项等发现骨骼肌IPC可通过HIF-1α/SDF-1α/CXCR4途径对心肌MIRI发挥保护作用[30]。另外，随着年龄增加，心肌缺氧易损性增加，缺氧预适应保护作用减弱，其机制与HIF-1缺氧调控能力减弱所致的毛细血管增生减少、细胞凋亡增加、抗氧化能力降低等有关[29]。

VEGF是血管生成的必须因子，可维持血管正常状态和完整性,提高血管通透性、促进新生血管形成[22],广泛分布于人和动物的脑、肾、肝、脾、肺及骨骼等组织。近年来，VEGF最受关注的生理功能是其参与肿瘤生长、转移和炎症反应过程[23]，在MIRI中也发挥了重要的作用。

2.2 HIF-1与共济蛋白

近年来，多项研究发现HO-1在MIRI中发挥了重要作用。Chen等研究发现，HO-1可通过诱导自噬来保护线粒体膜的稳定性和减少线粒体氧化应激，从而抑制缺氧复氧诱导的H9C2心肌细胞损伤[20]。Ockaili等发现HIF-1活化可诱导HO-1的过表达，从而降低家兔MIRI的心肌梗死面积，改善心功能。同时还发现，DMOG抑制HIF-1降解后，血浆白细胞介素8(interleukin 8， IL-8)、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α， TNF-α)和心肌髓过氧化物酶降低，心肌组织中炎性细胞的浸润也随之减少。以此说明HIF-1α可通过上调HO-1的表达来发挥抗炎作用，进而减少心肌损伤[21]。

2.3 HIF-1与血红素氧合酶1(heme oxygenase, HO-1)

Li通过在大鼠MIRI后24 h和7 d后给予人重组VEGF-B发现，24 h后VEGF-B干预组心肌细胞凋亡明显降低，心肌梗死面积减少，心功能显著提高；细胞实验中，VEGF-B通过抑制乳酸脱氢酶的释放，阻断心肌细胞自噬，进而抑制MIRI诱导的心肌细胞凋亡[24]。此外，VEGF-B还可通过促进基质细胞衍生因子1α(stormal-derived factor-1α， SDF-1α)和HIF的表达，导致c-Kit阳性心肌胚胎干细胞的大规模动员和归巢，诱导梗死心脏的血管再生，提高心功能[24]。Heng等发现VEGF和HIF-1α的表达水平与梗死区域微血管的密度成正相关[25]。而且HIF-1α的出现早于VEGF，因此HIF-1被认为是一系列分子反应的始动因子之一[25]。De等通过对兔缺血模型注射裸露的HIF-1α/VP16 DNA发现，VEGF表达增加且血管生成增多[26]。由此说明，HIF-1和VEGF的表达密切相关，且HIF-1可通过调节VEGF的表达而在心室重构和血管生成中发挥重要作用。

共济蛋白是一个进化上保守的线粒体基质蛋白，可限制活性氧的产生和氧化应激[15],调节线粒体Fe-S簇的形成，在ATP生成、细胞内氧、铁、活性氧的传感、复制和维护基因中都发挥了重要作用[16]。近年来，研究证明共济蛋白在抗MIRI中也发挥了重要作用。线粒体共济蛋白可通过调节线粒体Fe-S簇的形成，减轻线粒体铁过载和活性氧簇的产生，从而保护线粒体膜的完整性并改善心肌能量失调，增加心肌细胞的存活率[17]。新近研究发现，HIF-1基因敲除小鼠更易发生缺血再灌注损伤，这与线粒体共济蛋白表达下调密切相关。二甲氧乙二酰甘氨酸，一种脯氨酸羟化酶抑制剂(dimethyloxalylglycine，DMOG)，通过抑制HIF-1降解，可促进缺氧后H9C2心肌细胞中共济蛋白的表达，进而抑制心肌细胞的凋亡[17]。因此，HIF-1可通过促进共济蛋白的表达改善MIRI。

2.4 HIF-1与血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor, VEGF)

新近研究发现，HIF-1可通过调节肾酶发挥抗MIRI作用。使用生物素标记的包含HRE2寡核苷酸的探针对人心肌细胞(human cardiomyocytes,HCM)进行标记，发现HIF-α与肾酶启动子内的HRE2位点特异性结合，促进肾酶的表达。用表达HIF-1的质粒和HIF-1 siRNA分别转染HCM细胞，发现HIF-1过表达可显著促进肾酶蛋白质和mRNA的表达，而HIF-1基因沉默后肾酶的表达也随之下降，证实肾酶是HIF-1α的一个新型靶基因。在体研究发现，在HIF-1α基因敲除的小鼠中，外源性给与肾酶，减少了小鼠心肌缺血再灌注损伤心肌梗死的面积并减缓了心功能的丧失[14]。

自然边坡如按传统边坡治理，存在开挖支护范围大，对山体的扰动大，对环境的破坏大，施工难度大，安全风险大，费用投入高、治理工期长等特点。目前,自然边坡治理问题在国内提出的时间较短，无详尽的治理措施及治理深度、无明确的施工规范和验收标准。

丁香酚微乳(pH=7.0)及海藻酸钠修饰丁香酚微乳(pH=4.5)中加入不同浓度的氯化钠溶液，使其离子浓度最终达到0，250，500 mmol·L-1，再分别用相同离子强度的氯化钠溶液稀释100倍，测定其粒径分布。

Tenhunen等在20世纪60年代首次发现了HO系统，并发现其主要作用是作为降解清除游离血红素的起始酶与限速酶。HO主要有三种同工酶:HO-1、HO-2及HO-3，它们分别由不同的基因编码，在基本结构、表达调节和组织分布中均有明显差异[18]。HO-1又称为热休克蛋白32，主要分布于心脏、肝脏、肾脏、脾脏及肺脏等器官的细胞微粒体内，生理状态下的HO-1表达通常处于相对稳定的较低水平。炎症、缺血、缺氧、高温、放射线等可以通过活化转录因子激活剂蛋白-1及核因子红细胞2相关因子2，进而促进HO-1基因的转录和表达[19]。

3 HIF-1与缺血前预适应(ischemic preconditioning，IPC)

肾酶是一种新型的黄素腺嘌呤二核苷酸依赖型胺氧化酶，主要由肾脏分泌入血，其主要由肾小管上皮细胞分泌[9]，也可在心脏、大脑中表达。肾酶可降低血液中的儿茶酚胺，并通过降低心脏收缩力和心率来降低血压[10]。临床研究表明，与正常人相比，慢性肾脏疾病患者的肾酶水平降低，有更高的心血管疾病风险[11]。大量研究证明缺乏肾酶会加重MIRI，外源性给予肾酶则可以通过减少心肌细胞凋亡和坏死来减轻MIRI[12，13]。

IPC诱导了两个不同的保护窗口，第一个“保护窗口”在IPC后立即激发，可持续3～4 h，随后保护作用减弱。12～24 h后再出现并持续到72 h，称为“第二窗口的保护(second window of protection，SWOP)”[31]。延迟的IPC需要特定的心肌保护基因，最大的可能性是HIF-1α介导了心肌保护基因的转录[32]。目前IPC对MIRI发挥保护作用的具体机制仍不清楚，但有研究表明IPC可刺激心脏产生自体有效物质，如腺苷、缓激肽等，随后激活各自在心肌细胞的G蛋白偶联受体，激活一系列复杂的信号转导通路，包括蛋白激酶C(protein kinase C,PKC)、人第10号染色体缺失的磷酸酶(phosphatase and tensin homologue deleted on chromosome ten，PTEN)、磷脂酰肌醇3-激酶-丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶(PI3K-serine-threonine kinase，Akt)，ERK蛋白激酶1/2-细胞外调节蛋白激酶、内皮型一氧化氮合酶(endothelial nitric oxide synthase，eNOS)、一氧化氮(NO)、蛋白激酶G(protein kinase G,PKG)、活性氧(reactive oxygen species, ROS)等[33]。以上研究表明，HIF-1α可能与不同的通路相互作用，激活了一系列保护心肌的转录因子，如促红细胞生成素、血红素加氧酶-1、诱导型一氧化氮合酶，从而介导IPC的心肌保护作用[33]。既往研究还发现用脯氨酰羟化酶抑制剂FG-4497(可使HIF-1α稳定)预处理心脏移植供体，虽不能防止心脏的缺血再灌注损伤，但却可减少巨噬细胞的渗透，拮抗炎症反应，提高移植物长期存活率[34]。

4 HIF-1与缺血后适应(postconditioning, PostC)

PostC是指心肌缺血后，开始再灌注前进行数次短暂缺血，再灌注循环的处理方法。自2003年以来，有大量的文章报道PostC在减轻MIRI中具有重要作用。

采用Langendorff离体心脏灌流装置建立大鼠心肌缺血再灌注模型,研究显示七氟醚缺血后处理可通过调节HIF-1提高心肌线粒体呼吸链酶功能，维持线粒体电子链的稳定性，进而减轻MIRI[35]。

5 总结与展望

需氧生物在缺氧情况下的适应性反应是复杂的，HIF作为一种重要的氧敏感转录激活因子发挥了重要作用。HIF可通过激活一系列下游因子，减轻MIRI诱导的心肌细胞损伤。因此，HIF-1短期稳定为常氧条件下保护MIRI提供了一个新的治疗策略。然而，常氧条件下，HIF-1的长期稳定可能造成心脏损害，并可能诱发心肌病，因而限制了HIF-1在缺血中的应用[36]。综上所述，HIF信号通路为急性MIRI的临床治疗提供了一个重要的干预靶点。

参考文献：

[1] Semenza G L． A nuclear factor induced by hypoxia via de novo protein synthesis binds to the human erythropoietin gene enhancer at a site required for transcriptional activation[J]．Mol Cell Biol,1992,12(12):5447-5454．

[2] Semenza G L. Hypoxia-inducible factors: mediators of cancer progression and targets for cancer therapy[J]． Trends Pharmacol Sci, 2012, 33(4):207-214．

[3] Wang G L, Jiang B H, Rue E A, et al. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O2 tension.[J]． Proc Natl Acad Sci U S A, 1995, 92(12):5510-5514．

[4] Makino Y, Kanopka A, Wilson W J, et al. Inhibitory PAS domain protein (IPAS) is a hypoxia-inducible splicing variant of the hypoxia-inducible factor-3alpha locus.[J]． J Bio Chem, 2005, 277(36):32405-32408．

[5] Bunn H F, Gu J, Huang L E, et al. Erythropoietin: a model system for studying oxygen-dependent gene regulation[J]． J Exp Biol, 1998, 201(8):1197-1201．

[6] Schodel J, Oikonomopoulos S, Ragoussis J, et al. High-resolution genome-wide mapping of HIF-binding sites by ChIP-seq.[J]． Blood, 2011, 117(23):e207．

[7] Xia X, Lemieux M E, Li W, et al. Integrative analysis of HIF binding and transactivation reveals its role in maintaining histone methylation homeostasis[J]． Proc Natl Acad Sci U S A, 2009, 106(11):4260-4265．

[8] Majmundar A J, Wong W J, Simon M C. Hypoxia inducible factors and the response to hypoxic stress[J]． Mol Cell, 2010, 40(2):294-309．

[9] Baraka A, El G S. Cardioprotective effect of renalase in 5/6 nephrectomized rats[J]． J Cardiovasc Pharmacol Ther, 2012, 17(4):412．

[10] Xu J, Li G, Wang P, et al. Renalase is a novel, soluble monoamine oxidase that regulates cardiac function and blood pressure.[J]． J Clin Invest, 2005, 115(5):1275．

[11] Sarnak M J, Levey A S, Schoolwerth A C, et al. Kidney disease as a risk factor for development of cardiovascular disease[J]． Hypertension, 2003, 42(5):1050-1065．

[12] Wu Y, Xu J, Velazquez H, et al. Renalase deficiency aggravates ischemic myocardial damage.[J]． Kidney Int, 2011, 79(8):853-860．

[13] Li X, Xie Z, Lin M, et al. Renalase protects the cardiomyocytes of sprague-dawley rats against ischemia and reperfusion injury by reducing myocardial cell necrosis and apoptosis[J]． Kidney Blood Press Res, 2015, 40(3):215．

[14] Du M, Huang K, Huang D, et al. Renalase is a novel target gene of hypoxia-inducible factor-1 in protection against cardiac ischaemia-reperfusion injury[J]． Cardiovas Res, 2015, 105(2):182．

[15] Anzovino A, Lane D J R, Huang L H, et al. Fixing frataxin: ‘ironing out’ the metabolic defect in Friedreich's ataxia[J]． Br J Pharmacol, 2014, 171(8):2174-2190．

[16] Maio N, Rouault T A. Iron-sulfur cluster biogenesis in mammalian cells: New insights into the molecular mechanisms of cluster delivery[J]． Biochim Biophys Acta, 2015, 1853(6):1493-1512．

[17] Nanayakkara G, Alasmari A, Mouli S, et al. Cardioprotective HIF-1α-frataxinsignaling against ischemia-reperfusion injury[J]．Am J Physiol Heart Circ Physiol,2015,309(5):H867-H879．

[18] Abraham N G, Kappas A. Pharmacological and clinical aspects of heme oxygenase.[J]． Pharmacol Rev, 2008, 60(1):79-127．

[19] Haines D D, Lekli I, Teissier P, et al. Role of haeme oxygenase-1 in resolution of oxidative stress-related pathologies: focus on cardiovascular, lung, neurological and kidney disorders.[J]． Acta Physiol(Oxf), 2012, 204(4):487-501．

[20] Chen D, Jin Z, Zhang J, et al. HO-1 protects against hypoxia/reoxygenation-induced mitochondrial dysfunction in H9C2 cardiomyocytes[J]． PLoS One, 2016, 11(5):e0153587．

[21] Ockaili R, Natarajan R, Salloum F, et al. HIF-1 activation attenuates postischemic myocardial injury: role for heme oxygenase-1 in modulating microvascular chemokine generation[J]． Am J Physiol Heart CircPhysiol, 2005, 289(2):H542．

[22] Lee S, Chen T T, Barber C L, et al. Autocrine VEGF signaling is required for vascular homeostasis[J]． Cell, 2007, 130(4):691-703．

[23] Dor Y, Djonov V, Abramovitch R, et al. Conditional switching of VEGF provides new insights into adult neovascularization and pro-angiogenic therapy[J]． EMBO J, 2002, 21(8):1939-1947．

[24] Li G H, Luo B, Lv Y X, et al. Dual effects of VEGF-B on activating cardiomyocytes and cardiac stem cells to protect the heart against short- and long-term ischemia-reperfusion injury[J]． J Transl Med, 2016, 14(1):1-14．

[25] Heng C, Li P, Wang Y G, et al. Study on the expression of VEGF and HIF-1α in infarct area of rats with AMI[J]． Eur Rev Med Pharmacol Sci, 2016, 20(1):115．

[26] De V S, NaarmanndeVries I S, Urlaub H, et al. Identification of DEAD-box RNA helicase 6 (DDX6) as a cellular modulator of vascular endothelial growth factor expression under hypoxia[J]． J Biol Chem, 2013, 288(8):5815．

[27] Murry C E, Jennings R B, Reimer K A. Preconditioning with ischemia: a delay of lethal cell injury in ischemic myocardium[J]． Circulation， 1986，74(5)：1124-1136．

[28] Guo H, Zheng H, Wu J, et al. The key role of microtubules in hypoxia preconditioning-induced nuclear translocation of HIF-1α in rat cardiomyocytes[J]． Peer J, 2017, 5(3)：e3662．

[29] 王 璋. 长期间歇性缺氧预适应对心肌缺血再灌注损伤保护机制的研究[D]．第三军医大学, 2003．

[30] 项 洁. 兔骨骼肌缺血预适应通过HIF-1α/SDF-1α/CXCR4途径保护心肌I/R[D]．南京医科大学, 2016．

[31] Yang L, Xie P, Wu J, et al. Sevofluranepostconditioning improves myocardial mitochondrial respiratory function and reduces myocardial ischemia-reperfusion injury by up-regulating HIF-1[J]．Am J Transl Res,2016,8(10):4415-4424．

[32] Hausenloy D J, Yellon D M. The second window of preconditioning (SWOP) where are we now?[J]． Cardiovasc Drugs Ther, 2010, 24(3):235-254．

[33] Yellon D M, Downey J M. Preconditioning the myocardium: from cellular physiology to clinical cardiology[J]． Physiol Rev, 2003, 83(4):1113．

[34] M. A. I. Keranen, R. Tuuminen, S. Syrjala, et al. Differential effects of pharmacological HIF preconditioning of donors versus recipients in rat cardiac allografts[J]． Am J Transplant, 2013, 13(3):600-610．

[35] Long Y, Peng X, Wu J, et al. Sevoflurane postconditioning improves myocardial mitochondrial respiratory function and reduces myocardial ischemia-reperfusion injury by up-regulating HIF-1[J]． Am J Transl Res, 2016, 8(10):4415．

[36] Chen Y F, Pandey S, Day C H, et al.Synergistic effect of HIF-1α and FoxO3a trigger cardiomyocyte apoptosis under hyperglycemic ischemia condition[J]．J Cell Phy， 2018,233(4):3660-3671．